Usos De La Lignina 6n3n3s

TÉCNICAS DE CARACTERIZACIÓN DE LIGNINA. APLICACIÓN A LIGNINAS TÉCNICAS DE 5 ORÍGENES DISTINTOS. Nour-Eddine El Mansouri, Joan Salvadó Departament d’Enginyeria Química, Universitat Rovira i Virgili Avda. Països Catalans, 26, 43007 TARRAGONA Tel : 977559641 Fax: 977558544 e-mail: [email protected] RESUMEN. Se presenta una compilación de diferentes técnicas de caracterización de lignina, incidiendo en los distintos grupos funcionales de interés como, los metoxilos, OH-fenólicos, OH-alifáticos, carbonilos, carboxilos y sulfonatos. Se realizó una revisión bibliografía de los distintos métodos existentes. Se destacaron los métodos de referencia, comparándolos con métodos alternativos de más fácil realización en su caso. Se comprobó una parte de los mismos comparando los resultados entre distintos métodos en su caso. También se determinó la composición química de las diferentes ligninas estudiadas con las técnicas de caracterización comúnmente usadas para este fin. Las diferentes ligninas estudiadas en este trabajo fueron: lignina bioetanol, organosolv, sosa / antraquinona, Kraft y lignosulfonatos. Los métodos usados fueron: análisis elemental, lignina Klason, lignina soluble en ácido, lignosulfonatos, cenizas, y determinación de azúcares elementales como métodos analíticos para determinar la composición química de las ligninas. Para los grupos funcionales se ha utilizado, la aminólisis, espectroscopía ultravioleta (UV), potenciometría en medio no-acuoso, espectroscopía de RMN-1H y de 13C para los OH- fenólicos. Estas dos últimas técnicas se han utilizado para los OHalifáticos. Para la determinación de metoxilos se ha utilizado cromatografía de gases. Así mismo la espectroscopía UV y la oximación se utilizó para los carbonilos mientras que para los carboxilos y sulfonatos se usó la potenciometría en medio no-acuoso. Una combinación de los resultados de los grupos funcionales y del análisis elemental ha permitido determinar la fórmula expandida más representativa de las 5 ligninas técnicas estudiadas. PALABRAS CLAVE: ligninas, técnicas de caracterización, bioetanol, organosolv, sosa/antraquinona, Kraft, lignosulfonatos, grupos funcionales, formula expandida. INTRODUCCIÓN. Después de la celulosa, la lignina es el segundo polímero orgánico más abundante en las plantas (1530%). La lignina se define como un material polifenólico, amorfo, con estructura tridimensional derivado de la unión de varios ácidos y alcoholes fenilpropílicos (cumarílico, coniferílico y sinapílico). Estas estructuras están ligadas mediante multitudes de enlaces interunitarios que incluyen varios enlaces éter (β-0-4, α-0-4, 4-0-5) y C-C. Estas estructuras son muy complejas y dependen de la especie de la planta del que se obtiene la lignina, el proceso de pulpeo usado para fraccionarla de la celulosa, y del método utilizado para su recuperación de las lejías papeleras (Glasser, 1989). Las ligninas técnicas se distinguen en dos categorías. Ligninas comerciales, que contiene azufre en su composición, las cuales incluyen la lignina Kraft y lignosulfonatos existentes ya hace mucho tiempo y cuya producción es mayor en el mundo. Las ligninas convencionales mayoritariamente usadas en la industria se obtienen de coníferas. El segundo grupo son las ligninas sin azufre, como las ligninas organoslov, la del proceso sosa/antraquinona y las procedentes del proceso de sacarificación/fermentación de la biomasa. Estas ligninas provienen de leñosas y coníferas. El mayor aprovechamiento de las ligninas se destina en su uso energético. Solamente 1-2% se aísla del licor de pulpeo y se destina a usos industriales diversos. Algunas aplicaciones del uso de la lignina incluyen: fabricación de tableros aglomerados y contrachapados, biodispersantes, surfactantes, espuma de poliuretano, resina epoxi, resinas fenólicas (Lora, 2002). Como un primer paso al aprovechamiento, se deben caracterizar para evaluar su potencial aplicación. 1

La caracterización de la lignina, y más precisamente la de los grupos funcionales, permite la elucidación de su estructura. Sin embargo, el aumento del interés de los métodos analíticos de determinación de dichos grupos funcionales depende de tres razones. Primero, la aparición de nuevos tipos de ligninas técnicas derivadas del desarrollo de nuevos métodos de producción de celulosa. Así, la comprensión de los mecanismos de reacción durante la delignificación está ligado al estudio de sus propiedades funcionales. Segundo, una de las vías prometedoras para evitar el daño ambiental es cambiar su composición funcional. Finalmente, la lignina, en el momento actual, está en la mira de varios especialistas que trabajan en varios ámbitos de la ciencia e industria para buscar aplicaciones prácticas novedosas. En este sentido el análisis de los grupos funcionales representa un indispensable método de investigación, lo que requiere un buen conocimiento de las técnicas analíticas de caracterización de la lignina. El presente trabajo tiene como objetivo el análisis de los grupos funcionales tal como los metoxilos, hidroxilos alifáticos y fenólicos, carbonilos, carboxilos, y sulfonatos (en lignosulfonatos), de ligninas técnicas de cinco orígenes distintos (Kraft, lignosulfonatos, sosa/antraquinona, organoslov, lignina bioetanol), mediante diferentes métodos analíticos. Por ello, se ha procedido a revisar las distintas técnicas existentes, escoger los métodos de referencia y otros de fácil realización, y comparar entre ellos. Se proporciona, por primera vez, la fórmula expandida más representativa y completa de las distintas ligninas técnicas bajo estudio. PARTE EXPERIMENTAL Origen, preparación, aislamiento y tratamiento de las ligninas Las ligninas Kraft (LK) y lignosulfonatos (LS) fueron suministradas por Ligno-Tech derivadas de coníferas. La lignina organoslov (OSL) fue suministrada por la Universidad de Santiago de Compostela. La lignina bioetanol (EPL) suministrada por CIEMAT (Centro de Investigaciones Energéticas, Medioambientales y Tecnológicas) de madera de chopo pretratada con explosión de vapor y sometida simultáneamente al proceso de sacarificación y fermentación. La lignina sosa/antraquinona (SAL) fue suministrada por CELESA “Celulosa de levante, S. A.” de TortosaCataluña en forma de licor negro. Dicho licor se calentó a 90-95ºC bajo agitación rápida. Se precipitó con ácido sulfúrico (20% en peso) a pH = 2. El precipitado formado se recuperó mediante filtración y se lavó con agua caliente para solubilizar los azúcares (Lin, 1992). Debido al alto contenido de cenizas (27% en la lignina Kraft) y azúcares (22.3% en la lignina bioetanol) se lavaron extensivamente con ácido sulfúrico (1%) y con agua desionizada. Las ligninas obtenidas se secaron en un desecador hasta tener humedad uniforme y se almacenaron en botellas de plástico para los posteriores análisis que se desarrollan a continuación. Análisis elemental El contenido de carbono, hidrógeno, azufre y de nitrógeno se determinó con el analizador Perkin Elmer 640-C. El porcentaje de oxigeno se determinó por diferencia. El porcentaje de proteínas se calculó por N (%) * 6.25 según Robert (1984). Contenido de lignina soluble en ácido (LSA), lignina Klason, lignosulfonatos y azúcares elementales Para las ligninas Kraft, sosa/antraquinona, organoslov, y bioetanol, la lignina klason se determinó como el porcentaje del sólido insoluble obtenido después de dos etapas de hidrólisis ácida (TAPPI Standard T-13), y la lignina soluble en ácido (LSA), aplicando el método de espectroscopía UV (Maekawa, 1989) al filtrado producido en esta hidrólisis. El mismo filtrado se analizó con la técnica HPLC para determinar los azúcares elementales (William, 1991). El contenido de los lignosulfonatos se determinó mediante espectroscopía UV descrita por Lin (1992). Grupos metoxilos Los metoxilos se determinaron en un cromatógrafo de gases analizando el metanol liberado tras tratar 0,15g de lignina con 10ml de H2SO4 durante 10 min en modo de reflujo (Baloghl, 1992). 2

Grupos hidroxilos fenólicos y alifáticos Los grupos OH-fenólicos se determinaron por aminólisis, espectroscopía UV, potenciometría en medio no-acuoso y espectroscopía de RMN-1H y 13C aplicadas a ligninas acetiladas. Estas dos últimas técnicas permitieron la determinación simultánea de los OH-fenólicos y los OH-alifáticos. Estas técnicas se describen brevemente mas adelante. La aminólisis consiste en seguir la cinética de formación de 1-acetilpirrolidina que equivale a la cantidad de hidroxilos fenólicos libres en la lignina. La cantidad de los hidroxilos fenólicos en la lignina se calcula extrapolando la línea recta de la curva obtenida hasta tiempo cero (Lin, 1992). La espectroscopía ultravioleta fue desarrollada por Goldsmith (1954) y documentada por Zakis (1994) y Lin (1992). Este método está basado en la diferencia de la absorción a longitudes de onda de 300 y 360 nm entre las unidades fenólicas identificadas en solución neutra y alcalina. La cantidad de los hidroxilos fenólicos ionizados se determinan comparando las ∆ε de las muestras estudiadas en ciertas longitudes de ondas con las ∆ε de sus respectivos compuestos modelos. La espectroscopía de RMN se emplea para el análisis cuantitativo de la lignina. La RMN-1H permite cuantificar el contenido de protones pertenecientes a distintos grupos funcionales y estructuras características de la lignina (aromáticos, hidroxilos, metoxi, ácidos carboxilos). Los espectros se obtuvieron para ligninas acetiladas (10mg) en 0.5ml de CDCl3 en presencia del tetrametilsilano (TMS) como patrón interno de referencia. Los señales correspondientes a cada grupo funcional han sido integrados y referidos a los del grupo metoxilo para cuantificar sus contenidos (Vázquez, 1997). La espectroscopía RMN-13C es el método más conveniente para determinar los alcoholes benzílicos en la lignina. Los espectros obtenidos se registran para ligninas acetiladas disueltas en acetona-d6 bajo las condiciones citadas por Nimz (1981) y Robert (1984). La estimación cuantitativa de diferentes grupos hidroxilos (localizados a 170.8ppm, 170ppm, y 168.9 para los OH-alifáticos primarios, secundarios, y OH-fenólicos, respectivamente) se obtiene expandiendo diez veces el área correspondiente a cada grupo funcional antes de su integración. La combinación de estos resultados con los obtenidos por el análisis elemental y los metoxilos, permitieron determinar el contenido de cada grupo funcional. Los espectros de RMN 1H y 13C se obtuvieron en VARIAN GEMINI 300Hz . Grupos carbonilos El contenido de carbonilos se determinó por dos métodos: método de oximación modificado y espectroscopía UV diferencial. Todas las ligninas técnicas estudiadas han sido analizadas según el método de oximación modificado descrito por (Faix, 1998), que presenta una técnica de corrección necesaria para las ligninas que contienen grupos carboxilos. La espectroscopia UV diferencial fue desarrollada por Alder y Marton en 1966 y consiste en medir la diferencia de absorbancia que se produce cuando los grupos carbonilos se reducen por el borohidrido sódico al correspondiente alcohol benzílico. La descripción detallada del último método ha sido descrita por Zakis (1994). Grupos carboxilos y sulfonatos La potenciometría en medio no acuoso tiene la ventaja de determinar simultáneamente los grupos carboxilos junto a los hidroxilos fenólicos; cuando se combina con un tratamiento de cambio iónico permite la determinación de los grupos ácidos fuertes, grupos sulfonatos, en los lignosulfonatos. Dicha técnica, fue desarrollada por Pobiner (1983) y descrita con detalle por Lin (1992), consiste en valorar potenciométricamente la lignina en medio no-acuoso con el hidróxido de tetrabutilamonio en presencia de patrón interno, ácido p-hidroxibenzoico. Acetilación de ligninas Las ligninas estudiadas se acetilaron según el método descrito por Chum et al (1985) y consiste en hacer reaccionar las ligninas con una mezcla de piridina-anhídrido acético (1:1, v/v) durante 48h. El exceso de anhídrido acético se elimina usando metanol. Finalmente, se aplica un caudal suave de nitrógeno para evaporar los disolventes y se lleva a secar a vacío. 3

RESULTADOS Y DISCUSIÓN. Composición química, análisis elemental y fórmula C9 simple de las ligninas La tabla 1 presenta los resultados de los análisis de cenizas, contenido de ligninas y azúcares elementales de las diferentes ligninas técnicas estudiadas. La tabla 2 presenta los resultados de análisis elemental, la formula C9 simple, peso molecular de la unidad C9 (PM) y el contenido de proteínas de cada lignina estudiada. Las ligninas iniciales presentan bajo contenido de lignina total antes de su tratamiento con ácido sulfúrico por tener alto contenido de cenizas en el caso de lignina Kraft, o alto contenido de azúcares elementales en el caso de lignina bioetanol. Las cenizas y azúcares elementales pueden reducirse lavando la lignina con ácido sulfúrico al 1% en peso (Lin, 1992). Esto se confirma claramente al comparar los resultados obtenidos con las ligninas Kraft y bioetanol antes y después del lavado. Las ligninas analizadas presentan un alto contenido de lignina total (que excede 94%), excepto la lignina procedente de la producción de bioetanol y lignosulfonatos que presentan un porcentaje del 88% y del 56%, respectivamente. Las ligninas lavadas poseen un bajo contenido de cenizas y de azúcares elementales (cerca de 2%). En la lignina bioetanol se encuentra un contenido significativo de azúcares elementales (3.3%). Los azúcares elementales predominantes en las ligninas son la glucosa y xilosa mientras que la arabinosa es componente minoritario. La galactosa y manosa están prácticamente ausentes. Excepto la lignina bioetanol, todas las ligninas presentan un bajo contenido de nitrógeno. Esto se explica por el hecho de que en la lignina bioetanol existen enlaces fuertes entre liginina y proteínas, difícilmente separables con el método de extracción usado. Tabla 1: Análisis de humedad, cenizas, contenido de ligninas y carbohidratos de las ligninas técnicas. KL SAL OSL EPL LS Humedad (% peso) 3.90 2.58 7.51 4.14 5.82 Cenizas (% peso) 0.44(27.10) 0.74 1.71 0.21(2.86) 9.30 Lignina total (% peso) 94.1 97.9 94.2 88 56.52 Lignina Klason (% peso) 91.3(61.2) 86.40 92.3 86.60(68.6) -----Lignina soluble en ácido (% peso) 2.8(4.9) 11.50 1.9 1.40(2.9) -----Lignosulfonato (% peso) --------------------56.52 Carbohidratos ( % peso) 1.26(3.28) 2.39 1.16 3.3(22.37) -----Composición de carbohidratos ( % peso) Glucosa 0.32(0.94) 0.29 0.36 2.7(19.84) -----Xilosa 1.03(1.83) 1.80 0.46 0.6(2.23) -----Arabinosa 0.23(0.51) 0.30 0.34 NF -----Galactosa NF NF NF NF -----Manosa NF NF NF NF -----() Resultados obtenidos antes de la purificación de las ligninas. NF: no encontrados. Tabla 2: Composición elemental, grupos metoxilos, fórmula C9 simple, peso molecular de la unidad C9 (PM), y porcentaje de proteínas de las ligninas. %C %H %N %S %O %, Formula C9 PM % OCH3 simple Proteínas 65.00 5.41 0.05 1.25 28.24 10.47 C9H7,759O2,479N0,006S0,065 176.09 0.3125 KL (OCH3)0,597 186.03 1.0625 SAL 65.00 6.12 0.17 0.00 28.64 19.30 C9H7,942O2,104N0,020 (OCH3)1,166 44.84 5.15 0.02 5.85 44.14 8.70 C9H11,18O4,94N0,003 S0.40 220.89 0.125 LS (OCH3)0,73 184.07 0.125 OSL 63.51 5.55 0.02 0.00 30.92 15.20 C9H7,61O2,50N0,002 (OCH3)0,917 185.12 7.87 EPL 58.34 6.01 1.26 00.0 34.40 10.10 C9H9.95O3.62N0,166 (OCH3)0,646 4

Grupos funcionales La tabla 3 presenta los resultados de los grupos funcionales de cada lignina expresados en porcentaje en peso encontrados por diferentes métodos analíticos. Metoxilos Los grupos metóxilos existen en las ligninas de todas las plantas. Su contenido no depende sólo del origen de la planta, sino también del método de aislamiento. Las coníferas y leñosas presentan unas medias de 14-16% y 17-22% respectivamente. Dado la importancia de ese grupo en el estudio de la funcionalidad de la lignina, se han elaborado varios métodos analíticos para su análisis. Un resumen de estos métodos analíticos ha sido dado por Zakis (1994) y Lin (1992). Los más comúnmente usados son el método de Ziel de múltiples versiones adaptadas a cada laboratorio y el método basado en la cuantificación del metanol liberado tras una hidrólisis ácida descrito por Balogh (1992) que es de más fácil realización. Los resultados de los metoxilos se presentan en la tabla 3. La lignina Kraft, lignosulfonato y lignina bioetanol presentan un bajo contenido de metoxilos comparando a las ligninas sosa/antraquinona y organosolv. El bajo contenido de metoxilos indica que estas ligninas poseen más posiciones orto libres en sus anillos aromáticos y, por tanto, pueden ser muy útiles en la producción de resinas tipo lignina- fenól-formaldehído. Tabla 3: Resultados de los grupos funcionales expresados en porcentaje de peso. Grupos funcionales KL SAL OSL EPL LS 10.47 19.30 15.20 10.10 8.70 Metoxilos Hidroxilos fenólicos Aminólisis 4.60 4.90 2.80 2.55 NA Espectroscopía UV 4.50 4.40 2.66 2.30 2.00 RMN protónica 4.10 4.50 3.33 2.65 NA RMN del C trece 4.99 5.31 3.23 2.70 NA Potenciometría en medio no-acuoso 4.54 5.10 3.56 2.92 2.55 Hidroxilos alifáticos RMN protónica 10.09 3.10 3.50 4.73 -----RMN del 13C 9.80 2.45 3.20 4.55 -----Carbonilos Método de oximación con corrección 2.91 2.12 3.94 5.73 4.50 Método de oximación sin corrección 3.13 2.61 4.05 6.48 5.30 Espectroscopia UV-diferencial 2.35 1.94 2.90 5.20 4.70 7.06 1.91 3.15 2.02 4.63 Carboxilos -------------------------12.23 Sulfonatos NA: No acetilada. Hidroxilos : fenólicos y alifáticos La determinación de los grupos hidroxilos proporciona informaciones decisivas ligadas a la estructura y la reactividad de la lignina, y al mecanismo y la magnitud de su degradación. Precisamente, los hidroxilos fenólicos son de gran importancia cuando se requiere la preparación de varios derivados. Por ejemplo, la presencia de dichos grupos aumenta la reactividad de la lignina hacia el formaldehído en la formulación de resinas fenólicas. No obstante, la determinación fiable de hidroxilos fenólicos no es una rutina fácil, aunque se han desarrollado varias técnicas para este propósito. Ninguna de ellas ha encontrado aceptación general hasta ahora. Faix Oskar (1992) revisó algunas de estas técnicas exponiendo brevemente el principio, ventajas y desventajas de cada una de ellas con sus respectivas referencias. Entre estas técnicas se encuentran la aminólisis, el método del periodato de sodio, la metilación con diazometano, la espectroscopía UV, las conductimetría o potenciometría, la espectroscopía de RMN-1H y 13C aplicadas a lignina acetilada, la espectroscopía de infrarrojo por transformada de Fourier (FTIR), etc. Los protocolos experimentales de dichas técnicas han sido revisados y documentados por Zakis (1994) y Lin (1992). Además, existen otras técnicas como: RMN-1H aplicada a un nuevo derivado de lignina, la lignina propianato (Shiming, 1997), y la RMN-31P (Agryropoulos, 1994). 5

Los hidroxilos alifáticos se obtienen directamente por RMN-1H y 13C o indirectamente sustrayendo los OH-fenólicos de los hidroxilos totales. Los hidroxilos totales se determinan mediante el método de Kuhn-Roth modificado por Bethge-Lindstöm, documentado por Lin (1992). La determinación de los hidroxilos fenólicos en las diferentes ligninas técnicas estudiadas se ha llevado a cabo con la aminólisis como método de referencia por no haber sido extensivamente criticado, la espectroscopía UV (método popular por su fácil aplicación), potenciometría en medio noacuoso (permite tener resultados de los COOH y HSO3 junto a los HO-fenólicos), RMN-1H y 13C (informaciones adicionales en cuanto a la estructura de lignina y hidroxilos alifáticos). Los hidroxilos alifáticos han sido determinados por las dos últimas técnicas. Los resultados de los OH-fenólicos de las distintas ligninas analizadas muestran que la aminólisis presenta valores mayores a la espectroscopía UV. Esta diferencia se explica por el total de OHfenólicos que determina la aminólisis incluyendo los catecoles y que la espectroscopía UV determina solamente algunas estructuras fenólicas. Las espectroscopías RMN-1H y 13C presentan valores similares por todas las ligninas analizadas salvo la lignina Kraft. Esta similitud muestra que las dos técnicas tienen el mismo grado de precisión. También presentan valores diferentes con respecto a los encontrados por la aminólisis. Esto se explica por el error acumulado cuyo origen es el acoplamiento de otras técnicas con la RMN como el análisis elemental y de los metoxilos, y por la dificultad de integrar diferenciadamente las áreas correspondientes a los OH-fenólicos. La potenciometría en medio no-acuoso presenta valores cercanos a los encontrados por la aminólisis. Refiriendo a la aminólisis como técnica de referencia podemos confirmar que la potenciometría en medio no-acuoso es una técnica fiable. Al contrario de la aminólisis, la espectroscopía UV y de RMN permiten obtener informaciones adicionales en cuanto a la estructura de la lignina. Carbonilos Los carbonilos son unos de los grupos reactivos de la lignina. Su cuantificación es de gran interés para evaluar las modificaciones que ocurren en la lignina durante el pulpeo, blanqueo, o el envejecimiento de la pulpa. Sin embargo, la determinación de dichos grupos es difícil por su bajo contenido en las ligninas nativas y técnicas comparando a otros grupos funcionales que contienen oxígeno. El contenido de los distintos tipos de carbonilos (totales, quinonas, cetonas, y aldehídos) depende del método usado para sus determinaciones. Así, la elección del método es de gran importancia cuando se requiere estudiar la estructura de lignina. Zakis (1994) y Lin (1992) han revisado la mayoría de los métodos destinados para la determinación de los carbonilos y han destacado el método de oximación y la reducción con el borohidrido sódico o hidrogenación catalítica cómo los más comúnmente usados para la determinación de los carbonilos totales. Asimismo, la espectroscopía UV permite determinar diferenciadamente diferentes tipos de grupos carbonilos (cetonas y aldehídos) cuando se combina con la reducción con el NaBH4 . Según la literatura el método de oximación es el preferido de los métodos húmedos y se considera como método de referencia cuando se requiere desarrollar otro método o comparar entre diferentes métodos analíticos de determinación de los grupos carbonilos. Este método ha sido modificado y comparado con el clásico y que según Faix Oskar permite tener resultados precisos y reproducibles en poco tiempo y es de más fácil realización. Los detalles de la comparación entre las dos versiones del método de oximación han sido reportados por Faix Oskar (1998). Recientemente, Sevillano (2001) ha desarrollado un nuevo método con RMN-19F que permite la distinción entre diferentes grupos carbonilos tales como los aldehídos, cetonas y quinonas. La espectroscopía de infrarrojo por transformada de Fourier (FTIR) ha sido investigada últimamente por Faix Oskar. Dada la existencia de varios protocolos analíticos que permiten la cuantificación de grupos carbonilos hemos usado el método de oximación modificado y la espectroscopía UV anteriormente descritos brevemente. Los resultados de diferentes ligninas técnicas se ven reflejados en la tabla 3. Los resultados de diferentes ligninas técnicas muestran que el método de oximación presenta valores mayores a la espectroscopía UV debido a la existencia de otras formas de grupos carbonilos subestimados por la espectroscopia UV. Por ejemplo, en formas de quinona existentes en ligninas altamente oxidadas, especialmente ligninas técnicas. También se explica por la reacción completa de 6

los grupos carbonilos menos reactivos durante la oximación (por ejemplo, α-CO en las unidades de OH-fenólicos libres). Además, la espectroscopía UV solamente permite la determinación de las estructuras tipo aldehídos y cetonas en las ligninas. Carboxilos Los grupos carboxilos se presentan en concentraciones extremadamente pequeñas en las ligninas nativas, y en concentraciones significativas en ligninas sometidas a tratamientos biológicos o químicos por la ruptura de los anillos aromáticos de la lignina que lleva a un aumento de las entidades que poseen los carboxilos. Así, la cuantificación de dichos grupos proporciona información acerca del grado de su degradación y modificación. Proporciona también información adicional acerca de su solubilidad. Existen varias técnicas analíticas para su determinación, y la mayoría de las aceptadas están basadas directa o indirectamente en la acidez de estos grupos. En la neutralización de estos grupos se usa la conductometría o potenciometria para determinar el punto de equivalencia. Bajo condiciones óptimas, dichos métodos tienen la ventaja de determinar diferenciadamente los grupos carboxilos y los hidroxilos fenólicos de carácter débil; cuando se combinan con un tratamiento de cambio iónico, los métodos de valoración mencionados se usan también para determinar los grupos ácidos fuertes en los lignosulfonatos como los grupos sulfonatos. Dichas técnicas han sido documentadas por Lin (1992) y Zakis (1994). Recientemente, se han realizado estudios de diferentes técnicas de caracterización de ligninas focalizados en la composición química y los grupos funcionales de ligninas. Referente a la determinación de grupos carboxilo se ha realizado una comparación entre métodos de valoración en medio acuoso y no-acuso (Gosselink, 2003). Se ha demostrado que la técnica en medio no-acuosos es fiable y reproducible en cuanto a los carboxilos. Los resultados de carboxilos de las distintas ligninas estudiadas, presentados en la tabla 3, han sido determinados con valoración en medio no acuoso (Pobiner, 1983). Sulfonatos Los lignosulfonatos generados en el proceso al bisulfito son una mezcla de un polímero derivado soluble en agua y los carbohidratos degradados. Los ácidos sulfónicos alifáticos forman parte de la lignina asegurando su solubilidad en agua en la presencia de sus iones (Na+, Ca2+, Mg2+, NH4+, etc). Existen distintas técnicas que permiten determinar estos grupos y se dividen en dos grupos: Métodos basados en estimar el azufre y asumir que sólo existe en los sulfonatos (Lin, 1992), y métodos basados en la medición directa de los sufonatos con conductometría (Kaltz, 1984) o potenciometría (Pobiner, 1983). Los resultados de los sulfonatos en el lignosulfonato se reflejan en la tabla 3. Fórmula molecular expandida. Las fórmulas moleculares expandidas de cada lignina técnica se presentan en la tabla 4. Estas fórmulas han sido obtenidas combinado los resultados del análisis de la composición elemental y los grupos funcionales. En esta fórmula se resume toda la información acerca de la estructura de cada lignina. Tabla 4: Diferentes formulas moleculares expandidas ligninas Formula molecular expandida C9 C9H6.01O0.2694N0.006S0.065(OCH3)0.597(OHAr)0.425(OHR)1.046(OCO)0.183(OOHCOOH)0.277 KL C9H7.032O0.974N0.020S0.065(OCH3)1.166(OHAr)0.493(OHR)0.338(OCO)0.141(OOHCOOH)0.079 SAL C9H10,36O2,88N0,003S0,07(OCH3)0,73(OHAr)0,26(CO)0,35(OOHCOOH)0,23(HSO3)0,33 LS OSL EPL

C9H6.705O1.205N0.002(OCH3)0.971(OHAr)0.396(OHR)0.38(OCO)0.26(OOHCOOH)0.13 C9H9.036O2.270N0.166(OCH3)0.646(OHAr)0.289(OHR)0.515(OCO)0.378(OOHCOOH)0.083

AGRADECIMIENTOS. Los autores agradecen a la empresa Ligno-Tech, la Universidad de Santiago de Compostela, CIEMAT “Centro de investigaciones energéticas, medioambientales y tecnológicas”, la empresa CELESA “Celulosa de levante, s. a. Pastas Especiales de celulosa” de Tortosa-Cataluña” por habernos suministrado las distintas ligninas analizadas. Universidad Rovira y Virgili-URV (financiación de la beca), y al Ministerio de Ciencia y Tecnología, financiando el proyecto PPQ2001-1215-C03-01, Generalitat de Catalunya, financiando el proyecto SGR00323. 7

BIBLIOGRAFÍA. 1. Argyropolous. D.S. 1994. Quantitative phosphorus-31 NMR analysis of lignin, a new tool for the lignin chemist. J of Wood Chem and Techn. 14, 45-63. 2. Balogh. D. T, A. A. S. Curvelo and R. A. M. C. De Groote. 1992. Solvent Effect On Organosolv Lignin From Pinus Caribaea Hondurensis. Holzforschung. 46, 343-348. 3. Chum, H.L, Johnson, D.K, and Sarkanen, k.V. 1985. Lignin characterization research: a process report. In: Biochemical conversion program Semi-annual Review Meeting. Solar Energy research Institute. Prepared for the U.S. department of Energy. Contract No. DE-AC02-83CH10093, 25-50. 4. Faix. O, B. Andersons., Girt Zakis, 1998. Determination of carbonyl groups of six round robin lignins by modified oximation and FTIR spectroscopy. Holzforschung, 52, 268-274. 5. Faix. O. C. Grünwald and O. Beinhoff. 1992. Determination of phenolic hydroxyl group content of milled wood lignins (MWL´s) from different botanical origins using selective aminolysis, FTIR, 1HNMR and UV-spectroscopy. Holzforschung. 46, 425-432. 6. Glasser. W, Simo Sarkanen. 1989. Lignin: properties and materials. 7. Goldschmid, O. 1954. Determination of phenolic hydroxyl content of lignin preparations by ultraviolet spectrophotometry. Analytical Chemistry, vol.26, num.9, pp.1421-1423. 8. Gosselink. R, Abächerli. A, H. Semeke, R. Malherbe, P. Käuper., A. Nadif. 2003. Analytical protocols for characterization of sulphur-free lignin. Industrial Crops and Products. 19, 271-281. 9. Katz. S, Scallan. A. M, Argyropoulos. D. S. 1989. Conductometric titration of celulosic fibers. In, cellulose and wood chemistry and technology. pp, 1457. 10. Lin. S.Y, Dence .C.W. 1992. Methods in lignin chemistry (Eds), Springer-Verlag, New work,. 11. Lora. J. H., Wolfgang .G. 2002. Recent application of lignin: A Sustainable Alternative to Nonrenewable Materials. Journal of Polymer and the environment. 10, 39-48. 12. Maekawa. E, Ichizawa and T. Koshijima. 1989. An evaluation of acid-soluble lignin determination in analyses of lignin by the sulfuric acid method. J of Wood Chem and Techn. 9(4), 549-567. 13. Nimz. H, Robert.D, Faix.O, Nemr.M. 1981. 13C Spectra of lignins,8*:Structural differences between lignins of hardwoods, softwoods, grasses and compression wood. Holzforschung. 35, 16-26. 14. Pobiner H. 1983. Improved Inflection points in the non-aqueous potentiometric titration of acid functionalities in lignin chemicals by using internal standardization and ion exchange. Anal Chim Acta 155: 57-65. 15. Robert, D. R, Michel.B, Gellerstedt and Lindfors, L., 1984. Structural changes in lignin during Kraft cooking. Part 3: On the structure of dissolved lignins. J of Wood Chem and Techn, 4 (3), 239-263. 16. Sevillano. R. M., Mortha. G., Barrelle. M., Lachenal. D. 2001. 19F NMR spectroscopy for quantitative analysis of carbonyl groups in lignins. Holzforschung. 55, 286-295. 17. Shiming Li, Knut Lundquist. 1997. Analysis of lignins as propianate derivatives by NMR spectroscopy. J of Wood Chem and Techn. 17 (4), 391-397. 18. Vázquez. G, G. Antorrena., J. González and S. Freire. 1997. FTIT, 1H and 13C NMR characterization of acetosolv-solubilized pine and eucalyptus lignins. Holzforchung. 51, 158-166. 19. William. E. K, G. C. Lawrence., M. M. Michael and D. L. Brink. 1991. The complete analysis of wood polysaccharides using HPLC. J of Wood Chem and Techn, 11(4), 447-463. 20. Zakis. G. L,. 1994. In Functional analysis of lignins and their derivatives. Tappi press, Atlanta, GA 8