Marchas Bacteriol Gicas 1h3r1n
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- Words: 6,859
- Pages: 119
Algoritmos bacterianos QBP. DOMINGO SANCHEZ FRANCIA HOSPITAL DEL NIÑO MORELENSE CUERNAVACA MORELOS.
I.-Puntos a tomar en cuenta en las marchas bacterianas 1.-Toma de muestra 2.-Transporte de la muestra 3.- Análisis Microscopico 4.- Cultivo y primoaislamiento 5.- Identificación Bacteriana
II.- Origen de muestras clínicas 1.-
Las muestras para el estudio bacteriológico, se dividen en dos tipos:
a).- las que proceden de sitios en los que no hay flora bacteriana normal presente. b).- aquellas que se toman de lugares que tienen flora bacteriana normal.
Flora bacteriana Es importante que el bacteriólogo tenga conocimiento de los siguientes aspectos: • cuales son los agentes etiológicos aislados con mayor frecuencia en procesos infecciosos de sitios anatómicos normalmente estériles. •
cuales son los microorganismos, presentes, bajo condiciones normales, en la piel y en las mucosas.
Presenci a de bi ota nor mal en di ferentes zonas corporales del humano. ZONAS CORPORALES LIBRES DE BIOTA NORMAL Aparato respiratorio inferior -Laringe -Traquea -Bronquiolos Aparato genitourinario -Ureteros -Vejiga -Riñón -Útero Líquidos -Sangre -Médula ósea -L.C.R. -Líquido seroso -Líquido sinovial -Líquido pleural -Orina Tejidos
ZONAS CORPORALES CON DE BIOTA NORMAL Piel Mucosas -Boca -Orofaringe -Nasofaringe Oído externo Ojo Aparato genitourinario -Uretra anterior -Vagina Aparato gastrointestinal -Estómago -Intestino delgado -Intestino grueso
III. - TRAN SPO RTE DE LA MU EST RA
1.-La cantidad de material debe ser adecuado.
2.-La muestra debe ser representativa del proceso infeccioso (por ejemplo, expectoración, no saliva; pus de la lesión subyacente, no de su trayecto fistuloso; una muestra de lo profundo de la herida, no de la superficie). 3.-Se debe evitar la contaminación de la muestra utilizando sólo equipo estéril y precauciones asépticas. 4.-Las muestras para ser enviadas al laboratorio deben colocarse en un medio de transporte, el cual tiene como propósito mantener la viabilidad de las bacterias presentes en la muestra e impedir su multiplicación. Se han diseñado diferentes medios de transporte, el que más se utiliza es el de Stuart.
Medios de transporte de uso en Bacteriología Médica. MEDIO
PROPOSITO
STUART STUART REDUCIDO
Aerobios y anaerobios facultativos Anaerobios estrictos
CARY-BLAIR AMIES GLICEROL SOLUCIÓN SALINA AMIES Y DOUGLAS HAJNA
Shigella y Campylobacter
CARBÓN ACTIVADO CAS REGAN-LOWE 2SP
Streptococcus pyogenes Bordetella pertussis Bordetella pertussis Chlamydia
TRANSGROWN PIKE CALDO UREA CAMPYTIO SP4
Neisseria gonorrhoeae Strptococcus pyogenes Helycobacter pylori Campylobacter jejuni Micoplasma
IV.- Condiciones apropiadas para el transporte de muestras 1.-La orina, las expectoraciones y el material de absceso, se pueden colocar en frascos estériles de boca ancha. 2.-Los líquidos corporales como el Líquido Cefalorraquídeo en tubos estériles (la sangre se coloca en frascos diseñados ex profeso). 3.-Los trozos de tejido se pueden colocar en frascos estériles.
V. -Cr iteri os pa ra el rechazo en la e val uaci ón de las muestras
a) Muestras no aptas para su procesamiento: • Punta de sonda foley • Orina de bolsa de sonda • Líquidos coagulados • Cultivos para anaerobios enviados en medio de transporte inadecuado. b).-Muestras remitidas en condiciones inadecuadas. c).-Solicitud de estudios especiales innecesarios.
VI .- MIC ROSCOPIA Este procedimiento evidencia lo siguiente: 1.- La presencia de bacterias, cantidad, morfología y agrupación. 2.-Permite evaluar el grado de respuesta inmunológica con la presencia de células fagocíticas, cuyo quimiotactismo esté orientado hacia un morfotipo bacteriano en particular (Criterios de Bartlett), donde se observen células bacterianas adheridas a la membrana de los PMN y dentro de las vacuolas digestivas formadas en el citoplasma de la células inflamatorias.
VI.- Microscopia 3.-La observación microscópica es el primer paso, el cual permitirá orientar el método a desarrollar en el estudio bacteriológico para el diagnóstico clínico. 4.-Se pueden realizar preparaciones en fresco para la observación en campo oscuro, ( treponemas y leptospiras), preparaciones en fresco de muestras de vagina para la observación de células indicativas de vaginosis bacteriana.
VI I.- Tinci ones 1. Simples: • Azul de metileno • Fucsina fenicada • Verde de malaquita
2. Diferenciales: • Gram •
Ziehl-Neelsen
•
Tan Thiam-Hok
•
Machiavello
•
Jiménez
VIII.- Tinciones Estructurales: a) Flagelos - Rhodes - Tribondeau - Leifson b) Esporas - Shaeffer-fulton - Moeller c) Cápsula - Hiss - Tinta china d) Gránulos metacromáticos - Ernst-Neisser - Albert - Loeffler
Tinción Gram (cultivo fresco)
+
+
+
+
+
+
+
+
–
–
–
–
–
coco
coco
coco
coco
bastón
bastón
bastón
bastón
bastón
bastón
bastón
bastón
coco
racimos
racimos
cadenas
tetradas
pares
Crecimiento aerobio
+
+
+
+
+
–
+
+
+
+
+
+
+
Crecimiento anaerobio
–
+
+
+
+
+
+
–
–
–
+
+
–
Esporas
–
–
–
–
–
+
+
+
–
–
–
–
–
Movilidad
–
–
–
–
–
+o–
+o–
+o–
+o–
+ o –
+o-
+
–
Catalasa
+
+
–
–
–
–
+
+
+
+
+
+
+
+
+
–
+
+
–
–
+
+
–
–
O
F
F
O
Forma Agrupación
Oxidasa
Fermentación de glucosa a acido o a acido+gas O/F
–
Micrococcus
X
+
+
+
+
+ (o –)
+
–
Staphylococcus
X
Streptococcus
X
Lactococcus
X
Enterococcus
X
Leuconostoc
X
Pediococcus
X
X
Aerococcus
X
Lactobacillus
Clostridium
Bacillus
Alcaligenes
Pseudomonas
Enterobacterias
Aeromonas
X
Chromobacteriu m
X
Neisseria
X
X
X
X
X
X
X
X
IX .-Ca ra cte rísti ca s fe no tip ic as p ara la id entifica ció n ba cte ria na
A).- Criterios Generales:
• Requerimientos de Oxigeno (atmósfera) y temperatura de incubación. • Morfología colonial. • Tipo de hemólisis en GS carnero al 5%. • Requerimientos nutricionales. • Producción de pigmentos. • Tinciones: Afinidad a la tinción de Gram. • Morfología bacteriana. • Presencia de enzimas. • Reacciones inmunoserológicas. • Sensibilidad antimicrobiana.
X.- Criterios de Cowan y Steel B).• • • • • • •
Pruebas de selección Primaria :
Reacción de catalasa Reacción de oxidasa Prueba de movilidad Pruebas de O/F de carbohidratos Presencia de Esporas Tinción de Ziehel Neelsen Tinción de Gram
XI.-Requerimientos nutricionales 1.-Conocer que suplementos nutricionales que requiere MO para crecer óptimamente. 2.-Ejemplo: dependencia de factor NAD (V) o factor Hemina (X) ó ambos en el género Haemophilus. 3.-Familia Enterobacteraceae: no son organismos nutricionalmente exigentes.
XII.- Atmósfera 1.-Conocer cuales son los requerimientos de O2 de los MO. 2.-Aerobios. 3.-Microaerofílicos. 4.-Anaerobios facultativos. 5.-Anaerobios estrictos
XIII.- Temperatura 1.-Conocer la desarrollo.
temperatura
ideal
para
su
2.-Mesofílicos (35 a 37ºC): la mayoria de las especies bacterianas de interés clínico. 3.-Termofílicos (>37ºC): Pseudomonas aeruginosa (41ºC), Campylobacterias (42ºC). 4.-Psicrofílicos(
Morfología colonial
Tipo de hemólisis en GS carnero al 5%
XIV.-Producción de pigmentos 1.-Los pigmentos insolubles en agua incluyen los carotenoides (amarillonaranja), la violaceína (violeta o púrpura) y las fenazinas (rojo, castaño, marrón). 2.-Los pigmentos hidrosolubles y difusibles incluyen las fluoresceínas (pioverdina), piocianinas, piorrubina, melanina y otros varios subproductos pigmentados, que cambian el color del medio de cultivo.
Pigmentos insolubles en agua
Carotenoides (amarillonaranja)
Fenazinas (rojo, castaño, marrón)
Pigmentos hidrosolubles y difusibles
Fluoresceínas (pioverdina- piocianinas) Lampara de Wood (UV)
XV.-Tinciones: Afinidad a la tinción de Gram.
Morfología bacteriana
XVI.-Reacción de catalasa • Esta prueba detecta la presencia citocromooxidasas en las Micrococcaceae.
de
• La prueba se hace con peróxido de hidrógeno (H2O2) al 3% sobre un portaobjetos. La producción inmediata y abundante de burbujas indica la conversión del H202 en agua y oxígeno gaseoso. • La prueba de la catalasa debe realizarse a partir de un medio que no contenga sangre porque los eritrocitos pueden producir una reacción de catalasa débil.
Prueba de la catalasa
Reacción de citocromo oxidasa • Los citocromo son hemoproteinas que contienen hierro y actuan como último eslabón de la cadena de la respiración aerobia ; transfireren electrones de Hidrógeno al Oxígeno, con la formación de agua. • El sistema citocromo se encuentra presente en microorganismos aerobios, microaerofílicos y en algunos anaerobios facultativos, pero nunca en anaerobios estrictos.
Dimetil-p-fenilendiamina al 1%
Prueba de movilidad
En agar semisólido ó por gota pendiente
Pruebas de fermentación de carbohidratos 1.-El medio OF de Hugh y Leifson contiene peptona al 0,2% y 1,0% de hidratos de carbono, de tal forma que la relación entre peptona e hidrato de carbono es 1:5, a diferencia de la relación 2:1 que existe en los medios utilizados para fermentación de hidratos de carbono. 2.-La disminución de la peptona minimiza la formación de productos de oxidación a partir de los aminoácidos, que tienden a elevar el pH del medio y pueden neutralizar los ácidos débiles producidos por los bacilos no
Medio O/F
Los microorganismos oxidativos producen ácido sólo en el tubo abierto expuesto al oxígeno atmosférico.
Los microorganismos fermentadores producen ácido en ambos tubos.
Medio O/F Izquierda tubo de OF inoculado con un organismo de metabolismo no fermentador y no oxidativo para la glucosa. Observe el ligero vire a alcalino (azul) debido a la utilización de proteinas (peptonas) del medio.
XVII.-Pruebas de fermentación de carbohidratos
XVIII.-Presencia de enzimas • Detección de enzimas y vías metabólicas
a) RM-VP
b) O.N.P.G.
(KOH + Alfa-naftol).
Pru eba de la ONPG (oNitrof eni l- β- Dga lactopi ranósid o) • Es un compuesto estructuralmente similar a la lactosa, excepto en que la glucosa ha sido reemplazada por un grupo o-nitrofenilo. • Esta prueba permite detectar con mayor rapidez la fermentación de la lactosa, al evidenciar la enzima βgalactosidasa más rápidamente.
XIX.Reacciones inmunológicas Utilización de antisueros específicos para determinar el fenotipo antigénico de grupo y tipo (seroagrupar, serotipificar)
MARCHAS BACTERIOLÓGICAS. 1.- Sistema gastrointestinal 1.-Coprocultivo rutina: A).- Salmonella sp B).- Shigella sp
2.-Coprocultivo específico A).- E. coli patógenas. B).- Campylobacter sp. C).- Vibrios. D).- Otras entidades .
A).- Coprocultivo • Las enfermedades infecciosas del aparato gastrointestinal representan una de las principales causas de mortalidad y morbilidad infantil por la diarrea aguda de niños menores de cinco años. • La patogénesis de la diarrea involucra a varios microorganismos como agentes causales, pertenecientes en su mayoría a la familia Enterobacteriaceae, entre los que destacan: Salmonella, Shigella, Yersinia y Escherichia coli.
Escherichia coli • Escherichia coli forma parte de la biota normal, sin embargo las cepas patógenas se clasifican de acuerdo con su mecanismo de patogenicidad en seis grupos: 1. Enteropatógena 2. Enterohemorrágica 3. Enterotoxigénica 4. Enteroagregativa 5. Enteroadherente difusa 6. Enteroinvasiva
EPEC EHEC ETEC EaggEC DAEC EIEC
• Algunas especies de Campylobacter y Helicobacter se incluyen como causantes de enfermedad en el aparato gastrointestinal, al igual que Vibrio, Aeromonas y Plesiomonas.
Recolección de la muestra • Las muestras se recolectan directamente en un frasco limpio y de boca ancha con tapa hermética, al inicio de la enfermedad y preferentemente antes de iniciar tratamiento antimicrobiano. • Cuando se sospecha de la posible recuperación de Shigella y Campylobacter, es necesario tomar dos hisopos rectales impregnados de materia fecal, los cuales se colocan en medio de transporte Cary-Blair (se pueden usar otros medios de transporte como Stuart o Amies).
MATERIA FECAL (MEDIO DE TRANSPORTE CARY- BLAIR)
MAC CONKEY
CALDO SELENITO
XLD
INCUBAR 37ºC, 24h
INCUBAR 37ºC, 8 – 12 h
INCUBAR 37ºC, 24h
Seleccionar colonias Lac(+) y Lac (-). Resembrar en agar nutritivo para realizar pbas. bioquímicas
Resembrar en Agar SS ó VB
Seleccionar colonias lac (-), LD(+ ó -) y/o producción de H2S
Identificar colonias sospechosas de Salmonella Lac(-) H2S(+)
AGAR NUTRITIVO Oxidasa OF
OX(-) OF: (+/+)
OX(+ ) OF: (+/+)
Pbas. Bioquímicas: KIA,ONPG,LD, OD, CIT, SIM MR-VP, UREA, FD Serotipificar AB CLSI
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
E.coli patógenas Shigella sp Salmonella spp Yersinia enterocolitica Plesiomonas Aeromonas
AGAR NUTRITIVO Oxidasa OF
Pbas. Bioquímicas: KIA,ONPG,LD, OD, CIT, SIM MR-VP, UREA, FD Serotipificar AB CLSI
HISOPADO RECTAL CARY BLAIR
2.-Tracto genitourinario • I.V.U : Urocultivo • Vaginitis
:
• Vaginosis:
Cultivo vaginal
• Uretritis:
Cultivo Vaginal
Cultivo sec. uretral
A).- Urocultivo • La orina de personas sanas es estéril debido a su vaciado frecuente, lo cual evita la colonización. • La acidez inhibe algunos microorganismos, y en los pacientes masculinos, la secreción prostática contiene espermita y zinc que impiden el desarrollo de algunas bacterias. • Cuando la orina es turbia debido a la presencia de leucocitos (piuria), en ocasiones de eritrocitos (hematuria) y de bacterias, es sugestivo de infección de las vías urinarias (IVU). • La bacteriuria puede ser asintomática o presentarse como una enfermedad crónica o aguda.
• En la colonización de las vías urinaria, intervienen varios factores predisponentes que pueden ser de origen local como por ejemplo: la contaminación fecal del meato urinario, el cateterismo, la patología urinaria congénita o adquirida y el reflujo vesical. • Entre los factores generales se mencionan: la diabetes mellitus, el transplante de órganos, el SIDA, el embarazo, la hipertensión arterial y la terapia con fármacos de amplio espectro. • Escherichia coli es el agente etiológico en más del 80% de estas infecciones; ocasionalmente pueden encontrarse dos o más especies bacterianas involucradas.
• La muestra de elección, es la primera orina de la mañana; sin embargo en la IVU aguda la carga bacteriana es representativa a cualquier hora del día. • En pacientes femeninas se indica que deben lavarse el área periuretral y la periferia del meato urinario, utilizando una gasa estéril humedecida con agua y jabón, con movimientos de adelante hacia atrás. •
posteriormente se limpiará el área con una gasa estéril humedecida con agua o solución salina estéril.
• la recolección de la orina debe hacerse separando los labios mayores con una mano, la otra mano sostiene el frasco donde se deposita la muestra.
• A los pacientes masculinos se les indica que se limpien el glande y la periferia del meato urinario con una gasa impregnada con solución salina estéril antes de la micción. • En ambos sexos la muestra debe tomarse por el método del “Chorro medio”, que consiste en que el paciente debe desechar la primera porción de orina y recolectar la parte media del chorro en un frasco de boca ancha estéril. • En recién nacidos, niños y ancianos la muestra puede recibirse en una bolsa de plástico estéril; las muestras tomadas en esas condiciones fácilmente se contaminan de biota fecal, en un resultado positivo debe considerarse la posibilidad de una contaminación.
• El criterio que se aplica para evaluar la presencia de bacterias en la orina es el de Kass (1957) y Sanford (1956), el cual considera que las bacterias provenientes de las porciones superiores aparato urinario durante su residencia en la vejiga, utilizan la orina como medio de cultivo, alcanzando un población superior a 100,000 UFC/ml de muestra. • Por el contrario las bacterias que son arrastradas durante la micción, nunca llegan a esas cifras por lo que en estos casos se les considera como contaminantes. • Cuentas menores de 100,000 UFC/ml podrían corresponder a infecciones en las vías superiores en pacientes que han recibido antimicrobianos, o en aquellos cuya orina está muy diluida por la terapia hidratante; por último cuentas menores de 10,000 UFC/ml se toman como contaminantes.
Criterios para el diagnóstico de IN 6.5 Infecciones de vías urinarias. (Sintomáticas, cont.....) Independientemente de los hallazgos de urocultivo: 6.5.1.11 Chorro medio: muestra obtenida con asepsia previa, mayor de 50,000 UFC/ml (una muestra). 6.5.1.12 Cateterismo: más de 50,000 UFC/ml (una muestra). 6.5.1.13 Punción suprapúbica: cualquier crecimiento es diagnóstico. 6.5.1.14 El aislamiento de un nuevo microorganismo en urocultivo es diagnóstico de un nuevo episodio de infección urinaria. 6.5.2 Asintomáticas. Pacientes asintomáticos de alto riesgo con un sedimento urinario que contenga 10 o más leucocitos por campo más cualquiera de los siguientes: 6.5.2.1 Chorro medio: muestra obtenida con asepsia previa mayor de 50,000 UFC/ml (una muestra). 6.5.2.2 Cateterismo: mayor de 50,000 UFC/ml (una muestra). 6.5.2.3 Punción suprapúbica: cualquier crecimiento es diagnóstico.
ORINA Homogenizar
DILUIR LA MUESTRA DE ORINA EN SOLUCION SALINA ESTERIL
DILUCIÓN 1:100 0.1 ml ORINA+9.9 ml SS ESTERIL Mezclar
Lectura del Sedimento
Tinción de Gram
Inocular con asa bacterilogica de 0.01 ul o con una pipeta automatica 10μl con una puntilla esteril
GS 5% u otro medio nutritivo Estriar de forma masiva 37ºC x 24 – 48 hrs COCOS GRAM POSITIVOS BACILOS GRAM NEGATIVOS
CONTAR EL NUM DE COLONIAS QUE DESARROLLARON Y MULTIPLICARLAS POR EL FACT. DE DIL. REPORTAR EN UFC/ml
Agar de Mac Conkey con estria central 37ºC x 24 – 48 hrs
BGN AGAR NUTRITIVO
IDENTIFICAR Y REALIZAR AB CLSI
B).- Exudado cérvico vaginal • En las mujeres con signos y síntomas de infección genital aguda las muestras más comunes son de cuello uterino y de uretra. • Este estudio es util para determinar el posible agente causal de la vaginitis e incluso de la vaginosis bacteriana. • Las muestras cervicales se obtienen con un espéculo, después de eliminar el moco cervical con una torunda seca y esteril.
Agentes potencialmente patógenos: • • • • • •
Vaginitis Neisseria gonorrhoeae Streptococcus agalactiae Candida albicans Mycoplasmas y ureaplasmas Chlamidia Trichomonas vaginalis
• • • •
Vaginosis Gardnerella vaginalis Mobiluncus Bacteroides Peptostreptococcus
Toma del producto • Con la paciente en posición ginecológica se introducirá un espéculo lubricado con agua ó sol. salina estéril. • Recoger la muestra, bajo visión directa, con un hisopo de dalcrón, de la zona con mayor exudado, o en su defecto, del fondo del saco vaginal posterior. Repetir la operación con la segunda torunda. • Se obtendrán 3 hisopados, uno destinada al estudio microscópico del Gram, otro para cultivo y el tercero para el fresco. • El envío de la muestra debe ser inmediato siempre que sea posible. • El medio de transporte de Stuart-Amies, mantiene viables a los MO hasta por 3-6 horas.
Mediante el uso de un espejo vaginal estéril lubricado con agua estéril, se toman 3 hisopados de muestrra de la secreción de fondo de saco y cervix.
Determinar pH insito 1er. Hisopo para laminilla Gram “Tinción de Gram compatible con vaginosis bacteriana
2do. Hisopo medio de transporte para cultivo
3er. Hisopo: Observar Fresco, KOH al 10% Criterios de Gardner y De Nugent Pseudohifas (+) Prársitos
Seleccionar medios de cultivo primarios GS carnero 5%
CGP Cadenas Col.βhem. Cat(-) Taxo”A”= R TSX= R CAMP(+)
CGP cadenas Col. αβγhem. Cat(-) PYR(+) BE(+) NaCl 6.5 (+)
Streptococcus β hem. Gpo. B Enterococos
GCh ó TM
Col. Grises, brillantes de DCGN oxidasa positiva. Cat(+) Identificación de Neisserias Gilu(+), Mal(-), Fruc(-) pruebas de sensibilidad.
Neisseria gonorrhoeae
Pruebas de susceptibilidad (CLSI)
Agar Dextrosa Sabouraud Agar Biggy Aagr Micosel
TG(+) Mal(+), Sac(-), Tre(+), Lac(-) Ure(-)
Candida albicans
C) .- Exudado mascul ino
uretr al
• El diagnóstico de gonorrea puede establecerse en los hombres que se presentan con uretritis supurativa aguda, en quienes es posible identificar los diplococos intracelulares gramnegativos. • Cuando la descarga uretral es escasa y los diplococos intracelulares no aparecen en una muestra al azar, la toma de la primera muestra de la mañana, antes de orinar, suele ser útil. • La incidencia de C. trachomatis excede la de N. gonorrhoeae como causa de infecciones supurativas agudas en los genitales. • Los signos y síntomas son indistinguibles; C. trachomatis tiende a generar menos exudado y menor concentración de neutrófilos segmentados que N. gonorrhoeae.
• Hasta un 20% de hombres y un 40% de las mujeres con gonorrea pueden estar coinfectados por C. trachomatis. • En muchos casos pueden requerirse procedimientos de cultivo para recuperar ambos microorganismos, en particular cuando el tratamiento falla. • Con frecuencia, tanto en hombres como en mujeres la infección es asintomática, en particular cuando el agente infeccioso es C. trachomatis.
Toma del producto • Limpiar cuidadosamente la circundante con gasas estériles.
mucosa
• Introducir el hisopo suavemente con un movimiento de rotación hasta penetrar unos 2 cm dentro de la uretra (3-5 cm para la investigación de Chlamydia trachomatis) y depositar en el medio 2SP. • Repetir operación con un segundo hisopo para tinción Gram. • El medio de transporte de Stuart-Amies, mantiene viables a los MO hasta por 3-6 horas.
3.- Vías respiratorias A).- Infecciones de las VRS • Exudado faringeo : Diagnóstico de Faringo amigdalitis, amigdalitis, epiglotitis. • Portadores de patógenos oportunistas Exudado nasal. • Exudado Otico: Diagnóstico de otitis media.
B).- Infecciones de las VRI • Cultivo de Expectoración. • Cultivo de Lavado Bronco Alveolar. • Cepillado Bronquial (CB).
A).- Exudado faringeo • Este estudio bacteriológico esta encaminado como una herramienta para el diagnostico confirmatorio de la faringo amigdalitis de origen piógena, • La confirmación de patologías “complejas”, tales como la difteria, la angina de Vincent, la faringitis clamidiana y micoplásmica, así como las infecciones virales, no pueden ser evidenciadas por este procedimiento. • El clínico debe de formular el cuadro diagnóstico complementario cuando esto sea necesario.
• Los microbiólogos deben orientar a los médicos para realizar un diagnóstico adecuado entre "investigación de estreptococos" y cultivos de rutina. • La confusión surge cuando los médicos ordenan cultivos de rutina de garganta para faringitis agudas y el laboratorio reporta la presencia de Staphylococcus aureus, Enterobacterias y BGN no fermentadores, Haemophilus influenzae y otros microorganismos que no causan faringoamigdalitis primaria.
• Bajo visión directa, con la ayuda de un depresor lingual, se tocará con un hisopo de dacrón en todas las partes con exudado, membranas o inflamación. • Se deben frotar las criptas tonsilares y la faringe posterior. • No tocar nunca la mucosa oral, lengua o úvula. • Se investigará rutinariamente la presencia de Streptococcus beta-hemolítico del grupo A (S. Pyogenes), la posible presencia de los Streptococcus beta-hem. De los grupos C y G.
• Se le solicita al paciente que abra bien la boca y que emita un "ah". • La lengua se abate suavemente con una espátula y se guía un hisopo hacia la faringe posterior. • La mucosa detrás de la úvula y entre los pilares amigdalinos es recolectada con un movimiento suave de barrido de atrás hacia delante.
EXUDADO FARINGEO GS de carnero al 5% Sembrar por estría cruzada Picar el medio 3-5 ocasiones Incubar en CO2 al 3% 24 – 48 hrs 37ºC
CGP Cadenas Col βhem. Cat(-)
BAC (S) 0.04U TSX (R) 1.25/23.75 ug CAMP (-) Grupo “A” PYR (+)
BAC (S) 0.04U TSX (S) 1.25/23.75 ug CAMP (-) Posible Grupo “C” PYR (-) Seroagrupar preferentemente Realizar susceptibilidad (CLSI)
BAC (R) 0.04U TSX (S) 1.25/23.75 ug CAMP (-) Posible Grupo “G” PYR (-)
B).- Cultivo nasal • Es la muestra indicada para la investigación de Bordetella pertussis y de otros patógenos oportunistas (S. pneumoniae, H. influenzae, Neisseria meningitidis). • En pacientes inmuno comprometidos se evaluara la colonización de: K. pneumoniae subesp. Rhinoscleromatis K. pneumoniae subesp. ozaenae
Toma del producto • Las muestras nasofaríngeas se obtienen usando iluminación por encima del hombro. • Con el pulgar de la mano, se eleva delicadamente la punta de la nariz, se humedece la punta de un hisopo nasofaríngeo delgado de alambre flexible con agua o solución salina estéril y se lo inserta con suavidad en uno de los orificios nasales. • El hisopo se guía hacia atrás y hacia arriba a lo largo del septo hasta encontrar resistencia, que indica que se ha llegado a la faringe posterior, se retira con delicadeza y se deposita en el medio de transporte Stuart.
Secreción nasal Toma de ambas narinas
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI Solo en manejadores De alimentos
CGP Cat(-)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol. en bilis (+)
GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
BGN LAC (+ ó -)
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
Agar Dextrosa Sabouraud (Opcional)
INV. Hongos más comunes En pacientes Inmunodeprimidos
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
OX(-) OF: (+/+)
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
S. pneumoniae Serotipificar AB. CLSI
H. influenzae Serotipificar AB CLSI
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
K. Rhinoscleromatis K. ozaenae
BGNF
C).- Otitis media • Se define otitis media como la presencia de exudado en la cavidad media del oído. • Los lactantes y niños pequeños son los más propensos a padecer otitis media,
• Los dos principales patógenos son: • Cocos gram positivos como: Streptococcus pneumoniae, Streptococcus pyogenes, Staphylococcus aureus. •
Bacilos Gram negativos como: E. coli o Pseudomonas aeruginosa,Haemophilus influenzae y anaerobios
Cultivo de secreción de oído •
El Cultivo bacteriológico de aspirado de oído medio adecuadamente recolectados, permite determinar cuáles son los microorganismos responsables de la otitis media aguda.
• La timpanocentesis para obtener líquido para cultivos, solo es útil si existe exudación. •
Puede ser necesario el cultivo simultáneo e LCR y sangre, si existen signos y síntomas sistémicos.
Exudado de oído Toma de ambas narinas
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI Solo en manejadores De alimentos
CGP Cat(-)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol. en bilis (+)
GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
BGN LAC (+ ó -)
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
Agar Dextrosa Sabouraud (Opcional)
INV. Hongos más comunes En pacientes Inmunodeprimidos
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
OX(-) OF: (+/+)
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
S. pneumoniae Serotipificar AB. CLSI
H. influenzae Serotipificar AB CLSI
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
K. Rhinoscleromatis K. ozaenae
BGNF
D).-Cultivo de expectoración • Las infecciones del tracto respiratorio inferior son de las más frecuentes dentro del conjunto de las infecciones,tanto entre las adquiridas en el ambiente comunitario como en el medio nosocomial. • La bronquitis crónica se define, como proceso caracterizado por un descenso los flujos espiratorios que no cambian manera significativa tras varios meses seguimiento.
un de de de
• El diagnóstico viene sugerido por el cuadro clínico, por lo que el cultivo no es la herramienta de Dx de mayor utilidad para esta patología. • Un gran número de los pacientes son fumadores,o están expuestos de forma prolongada a substancias nocivas para la mucosa bronquial, y que refiere tos y expectoración habitual; según la definición clásica, durante un mínimo de 3 meses y hasta por dos años consecutivos.
Esputo in du cido •
No es el tipo de muestra más representativa de las inefcciones VRI, por su mezcla con secreciones procedentes de todo el arbol traqueo-bronquial y con la flora saprófita de la orofaringe.
• El resultado dependerá en gran medida de su correcta obtención, control de calidad antes de iniciar su proceso, tipo de agente que se pretenda detectar.
Obte nció n d el pr oducto.
• Enjuagar la boca con agua estéril o solución salina. • Obtener el esputo tras una expectoración profunda, preferentemente matinal. • De no producirse expectoración espontánea, puede inducirse el esputo con nebulizaciones de suero fisiológico estéril (15 ml durante 10 minutos. • Recolectar en un frasco de boca ancha esteril por lo menos 2 ml de la secreción. • Procesar lo antes posible. • Muestra de calidad = rel="nofollow">25 PMN CE <=10 en promedio de 30 campos a 10x.
Criterios para el diagnóstico de IN Infecciones del tracto respiratorio. 6.1.2 Infecciones
de vías respiratorias bajas. CIE-10 (J12-J18, J20, J86.9, J98.5).
6.1.2.1 Neumonía. CIE-10 (J12-J18). Cuatro criterios hacen el diagnóstico. Criterios 6.1.2.1.4 y 6.1.2.1.5 son suficientes para el diagnóstico de neumonía. 6.1.2.1.1 Fiebre, hipotermia o distermia. 6.1.2.1.2 Tos. 6.1.2.1.3 Esputo purulento o drenaje purulento a través de cánula endotraqueal que al examen microscópico en seco débil muestra <10 células epiteliales y > 20 leucocitos por campo. 6.1.2.1.4 Signos clínicos de infección de vías aéreas inferiores. 6.1.2.1.5 Radiografía de tórax compatible con neumonía. 6.1.2.1.6 Identificación de microorganismo patógeno en esputo, secreción endotraqueal o hemocultivo.
Muestra de Expectoración
Gram: Criterios de Murray-Bartlett PMN =>25 CE <=10
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI
CGP Cat(-)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol. en bilis (+)
ECN
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
BGN LAC (+ ó -)
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
Agar Dextrosa Sabouraud (Opcional)
INV. Hongos más comunes
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
OX(-) OF: (+/+)
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
OX(+) OF: (+/+)
S. pneumoniae Serotipificar AB. CLSI
Coag(-) Manitol (V) Lac(V)
GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
H. influenzae Serotipificar AB CLSI
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
Enterobacterias
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
BGNF
Vibronaceae
E).- Neumonía adquirida en la comunidad (NAC). • Constituye una causa muy importante de morbilidad y mortalidad. • La mortalidad varia desde el 5% a más del 30%, según el agente causal y diversos factores de riesgo individuales. • En los países industrializados, la NAC es la primera causa infecciosa de muerte y la sexta de mortalidad general. • El número de personas que fallecen cada año en el mundo como consecuencia de esta infección se cifra en aproximadamente 5 millones.
F).- Cultivo de LBA ó CB • Neumonía nosocomial: La mayoría de los estudios consideran la neumonía nosocomial como la segunda causa de las infecciones adquiridas en el hospital. • La neumonía nosocomial se adquiere a través de tres mecanismos: la aspiración, la inhalación de aerosoles y la diseminación hematógena a partir de otro foco de sepsis. • La flora orofaríngea normal está formada principalmente por cocos grampositivos.
• La colonización de la orofaringe por BGN se observa en menos del 10% de los individuos sanos, aumenta con hospitalizaciones prolongadas y alcanza el 60-75% en enfermos críticos ingresados en unidades críticas. • La implicación de los (enterobacterias como Klebsiella coli, Serratia marcescens, Pseudomonas aeruginosa) en la muy frecuente (20-60%).
bacilos gramnegativos pneumoniae, Escherichia Enterobacter spp., y neumonía nosocomial es
• En el enfermo ventilado, Staphylococcus aureus se situaría en segundo lugar (10-30%), mientras que otros microorganismos más prevalentes en la comunidad, como Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae o Chlamydia pneumoniae serían menos frecuentes.
LBA ó CB
Gram: Criterios de Murray-Bartlett PMN =>25 CE <=10 Presencia de cel. ciliadas GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI
CGP Cat(-)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol. en bilis (+)
ECN
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
BGN LAC (+ ó -)
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
Agar Dextrosa Sabouraud (Opcional)
INV. Hongos más comunes
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
OX(-) OF: (+/+)
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
OX(+) OF: (+/+)
S. pneumoniae Serotipificar AB. CLSI
Coag(-) Manitol (V) Lac(V)
GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
H. influenzae Serotipificar AB CLSI
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
Enterobacterias
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
BGNF
Vibronaceae
Muestras sistémicas • LCR • Sangre • Médula ósea • Líquidos diversos: L. Pleural L. Sinovial L.Peritonial
4.- L íq uid o c efa lo rraquíd eo (L CR) • El líquido cefalorraquídeo (LCR) es la muestra clínica representativa cuando hay sospecha de meningitis séptica. • Los agentes infecciosos más comunmente identificados incluyen N. meningitidis, S. pneumoniae , H. influenzae, S. agalactiae • Otros agentes menos frecuentes son: Enterobacterias, C. neoformans, C. albicans, algunos BGNF, S. aureus entre otros.
Obtenci ón de lí qui do cef alor raquí deo ( LCR )
• La colección del LCR solamente debe ser tomada por personal especializado y bajo condiciones de estricta asepsia. • Por lo general, se sacan tres tubos de LR para química, microbiología y citología. • Si solamente hubiera disponible un tubo, este debe enviarse al laboratorio de microbiología para su inmediato análisis.
Transport e de las muest ras de LCR • Enviar inmediatamente al laboratorio de microbiología para su análisis (en un plazo no mayor de 1 hora a partir del momento de la obtención de la muestra • No refrigerar ni exponer extremo o a la luz solar.
a
calor
LCR Centrifugar el LCR 3000 RMP/15min SEDIMENTO: Tinciones Gram Ziehl Neelsen Tinta china GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
CGP Cat(-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol.en bilis (+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI
S. pneumoniae Coag(-) Manitol (V) Lac(V)
Novobiocina (S) 16mm
S. epidermidis AB CLSI
Serotipificar AB. CLSI
Novobiocina (R) <16mm S. saprophyticus
CGP Col. βhem Cadenas cortas Taxo A (R) SXT(R) CAMP (+)
S. agalactiae
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
DCGN Cat(+) OX(+) Glu(+) Mal(+) Fru(-)
Serotipificar AB CLSI
Agar Dex. Sabouraud (Opcional)
BGN LAC (+ ó -)
INV. Hongos más comunes
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
Neisseria meningitidis AB CLSI OX(-) OF: (+/+)
Seroagrupar AB CLSI
H. influenzae
Sobrenadante Ag capsulares: N. meningitidis, H. influenzae, S. pneumoniae, S. del gpo.B, Escherichia coli.
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
OX(+) OF: (+/+)
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
Enterobacterias
BGNF
Vibronaceae
5.- Sangre (Hemocultivo)
• El estudio bacteriológico de la sangre debe realizarse principalmente en pacientes con neumonía, meningitis o fiebre de origen desconocido, entre otros síndromes.
DEFINICION Bacteriemia: es la presencia de bacterias viables en el torrente sanguíneo, evidenciada por la obtención de cultivos en sangre, sea por punción venosa o por aspiración a través de un catéter intravascular.
DEFINICION (NOM-045-SSA2–2005 ) Este diagnóstico se establece en un paciente con fiebre, hipotermia o distermia con hemocultivo positivo. El diagnóstico de bacteriemia nosocomial (BN) puede darse aun en pacientes con menos de 48 horas de estancia hospitalaria si se les realizan procedimientos de diagnóstico invasivos o reciben terapia intravascular.
Interpretación del Hemocultivo Positivo. Un hemocultivo positivo para Gramnegativos, Grampositivos u hongos es suficiente para hacer el diagnóstico. En caso de aislamiento de un bacilo Grampositivo o estafilococo coagulasa-negativo, puede considerarse bacteriemia si se cuenta con dos o más de los siguientes criterios: •Alteraciones hemodinámicas. •Trastornos respiratorios. •Leucocitosis o leucopenia no inducida por fármacos. •Alteraciones de la coagulación (incluyendo trombocitopenia). •Aislamiento del mismo microorganismo en otro sitio anatómico.
Los gérmenes identificados como causales de Bacteriemia Nosocomial según la bibliografía internacional son principalmente: 3.- Bacilos 1.- Cocos gram positivos: •Estafilococo Coagulasa-Negativo Gramnegativos: Pseudomonas spp •Staphylococcus aureus E. coli •Enterococcus spp. Klebsiella pneumoniae Enterobacter cloacae 2.- Hongos levaduriformes: Acinetobacter spp •Candida spp Serratia spp
RHOVE-DGE
Material necesario • Guantes, jeringuilla, aguja, ligadura, torundas, contenedor de punzocortantes, botella de cultivo, tintura de yodo, alcohol isopropílico al 70%. • El tamaño de la aguja dependerá del lugar de la del tamaño de la vena y la edad del paciente.
Venopución 1) Seleccione el brazo y aplique el torniquete para restringir el paso de la sangre venosa. 2) Normalmente se selecciona la vena más prominente para la punción. 3) Limpie completamente la piel con alcohol al 70%; y a continuación limpie con solución yodo povidona, frotando el área seleccionada y deje secar. 4) Introduzca en la vena la aguja con el bisel hacia arriba. Una vez que la vena se haya canalizado, extraiga la sangre jalando el émbolo de la jeringuilla de manera lenta y con continuidad. 5) Una vez que se ha obtenido la cantidad de sangre necesaria, retire el torniquete y coloque un algodón con alcohol sobre el sitio de Inserción. 6) Retire la aguja y haga que el paciente sostenga firmemente el algodón hasta que cese el sangrado. 7) Inocule el medio de cultivo con los volúmenes de sangre que recomienda el fabricante.
Sangre Inoculación de la botella Incubar a 35ºC Monitoreo de producción ó consumo de gas, hemólisis y turbidez Durante las 6 -18hrs posteriores Incubando la botella 35ºC Monitoreo de producción ó consumo de gas, hemólisis y turbidez Diariamente si se mantiene negativo Subcultivar en Agar Chocolate Incubar a 35-37ºC 24 – 48 y realizar tinción de Gram Directo de la botella Repetir la operación cda 3er. día
Cultivo (+)
ID. Bacteriana AB CLSI
Cultivo (-)
Descartar el frasco si después de 7 días de incubación no se compruba positivo
Médula ósea Inoculación de la botella Incubar a 35ºC
Monitoreo de producción ó consumo de gas, hemólisis y turbidez Durante las 6 -18hrs posteriores Incubando la botella 35ºC
Monitoreo de producción ó consumo de gas, hemólisis y turbidez Diariamente si se mantiene negativo Subcultivar en Agar Chocolate Incubar a 35-37ºC 24 – 48 y realizar tinción de Gram Directo de la botella Repetir la operación cda 3er. día
Cultivo (+)
ID. Bacteriana AB CLSI
Cultivo (-)
Descartar el frasco si después de 7 días de incubación no se compruba positivo
LIQUIDOS Centrifugar 3000 RMP/15min SEDIMENTO: Tinciones Gram Ziehl Neelsen
GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
CGP Cat(-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol.en bilis (+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI
S. pneumoniae Coag(-) Manitol (V) Lac(V)
Novobiocina (S) 16mm
S. epidermidis AB CLSI
Serotipificar AB. CLSI
Novobiocina (R) <16mm S. saprophyticus
CGP Col. βhem Cadenas cortas Taxo A (S) SXT(R) CAMP (-)
S. pyogenes
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
DCGN Cat(+) OX(+) Glu(+) Mal(+) Fru(-)
Serotipificar AB CLSI
BGN LAC (+ ó -)
INV. Hongos más comunes
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
Neisseria meningitidis AB CLSI OX(-) OF: (+/+)
Seroagrupar AB CLSI
H. influenzae
Agar Dex. Sabouraud (Opcional)
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
OX(+) OF: (+/+)
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
Enterobacterias
BGNF
Vibronaceae
6.- Piel y tejidos blandos
• Cultivo de secreción de herida • Cultivo de absceso • Cultivo para anaerobios
A).- Cultivos de secreción de Heridas, úlceras y abscesos • Lavar cuidadosamente la superficie de la herida. • La aspiración percutánea requiere una desinfección severa, previa similar a la realizada en la toma de hemocultivos. • Recoger el pus mediante jeringa y aguja, aspirando preferentemente de zonas profundas. • Esta técnica también es adecuada para obtener muestras de celulitis, úlceras, escaras o abscesos abiertos y heridas superficiales. • Cuando la muestra sea insuficiente, instilar solución salina estéril y aspirarlo nuevamente en la jeringa. • Cuando los procedimientos anteriores no sean factibles podrá efectuarse un frotis de las partes profundas de la herida con un hisopo para tinción de Gram.
Criterios para el diagnóstico de IN 6.8 Infección de piel y tejidos blandos. 6.8.2 Infecciones de tejidos blandos. CIE-10 (L04, L08). Fascitis necrosante, gangrena infecciosa, celulitis, miositis y linfadenitis. Con tres o más de los siguientes criterios: 6.8.2.1 Dolor localizado espontáneo o a la palpación. 6.8.2.2 Inflamación. 6.8.2.3 Calor. 6.8.2.4 Rubor, palidez o zonas violáceas. 6.8.2.5 Crepitación. 6.8.2.6 Necrosis de tejidos. 6.8.2.7 Trayectos linfangíticos. 6.8.2.8 Organismo aislado del sitio afectado. 6.8.2.9 Drenaje purulento. 6.8.2.10 Absceso o evidencia de infección durante la cirugía o por examen histopatológico.
Heridas, abscesos úlceras GRAM Respuesta inflamatoria ó Zona de necrosis proteolítica GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
CGP Col. βhem Cadenas cortas Taxo A (S) SXT(R) CAMP (-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
S. pyogenes Staphylococcus aureus AB. CLSI
Seroagrupar AB CLSI
E. corrodens Serotipificar AB
Coag(-) Manitol (V) Lac(V)
Novobiocina (S) 16mm
S. epidermidis AB CLSI
Novobiocina (R) <16mm S. saprophyticus
BGN bipolares Cat(+) OX(+) Glu(+) OF(+/ -))
BGN Pleomórficos
Fositas Cat(-) OX(+) OF(-/ -)) LD(+) OD(+)
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
F(V) (-) F(X) (-) IND ORN URE
Agar Dex. Sabouraud (Opcional)
BGN LAC (+ ó -)
INV. Hongos más comunes
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
Pasteurella sp AB CLSI OX(-) OF: (+/+)
H. aphrophilus Serotipificar AB
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
OX(+) OF: (+/+)
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
Enterobacterias
BGNF
Vibronaceae
B).- Cultivo de catéter • Desinfectar con alcohol una zona de piel de unos 10 cm correspondiente a la zona de entrada del catéter. • Hacerlo en forma de círculos comenzando par el centro. • Repetir la misma operación, pero con el alcohol iodado o iodopovidona. • Retirar el catéter con la máxma asepsia. • Con pinzas y las tijeras estériles, cortar los 3 cm distales del catéter que corresponden a la porción intravascular. • Introducir el segmento de catéter en un recipiente estéril correctamente identificado.
Criterios para el diagnóstico de IN Bacteriemias. 6.9.6 Bacteriemia relacionada a líneas y terapia intravascular. Hemocultivo positivo periférico y a través del catéter con dos o más de los siguientes criterios: 6.9.6.1 Relación temporal entre la istración de terapia intravascular y la aparición de manifestaciones clínicas. 6.9.6.2 Ausencia de foco evidente. 6.9.6.3 Identificación de contaminación de catéter o solución endovenosa. 6.9.6.4 Desaparición de signos y síntomas al retirar el catéter o la solución sospechosa. 6.9.6.5 Cultivo de punta de catéter >15 UFC/ml.
Cateter 3cm Método de Maki
AGAR NUTRTIVO Rodarlo sobre toda la Superficie del agar
Caldo BHI
Distribuir con una asa bacterilogica en estria masiva
Incubar por 24 -48hrs Hrs 35 – 37ºC
Incubar de 8 a 12 Hrs 35 – 37ºC
Agar Nutritivo 35 - 37ºC x 24 – 48 hrs COCOS GRAM POSITIVOS BACILOS GRAM NEGATIVOS BGN AGAR NUTRITIVO <15 UFC no representativo =>15 UFC Representativo
IDENTIFICAR Y REALIZAR AB CLSI
I.-Puntos a tomar en cuenta en las marchas bacterianas 1.-Toma de muestra 2.-Transporte de la muestra 3.- Análisis Microscopico 4.- Cultivo y primoaislamiento 5.- Identificación Bacteriana
II.- Origen de muestras clínicas 1.-
Las muestras para el estudio bacteriológico, se dividen en dos tipos:
a).- las que proceden de sitios en los que no hay flora bacteriana normal presente. b).- aquellas que se toman de lugares que tienen flora bacteriana normal.
Flora bacteriana Es importante que el bacteriólogo tenga conocimiento de los siguientes aspectos: • cuales son los agentes etiológicos aislados con mayor frecuencia en procesos infecciosos de sitios anatómicos normalmente estériles. •
cuales son los microorganismos, presentes, bajo condiciones normales, en la piel y en las mucosas.
Presenci a de bi ota nor mal en di ferentes zonas corporales del humano. ZONAS CORPORALES LIBRES DE BIOTA NORMAL Aparato respiratorio inferior -Laringe -Traquea -Bronquiolos Aparato genitourinario -Ureteros -Vejiga -Riñón -Útero Líquidos -Sangre -Médula ósea -L.C.R. -Líquido seroso -Líquido sinovial -Líquido pleural -Orina Tejidos
ZONAS CORPORALES CON DE BIOTA NORMAL Piel Mucosas -Boca -Orofaringe -Nasofaringe Oído externo Ojo Aparato genitourinario -Uretra anterior -Vagina Aparato gastrointestinal -Estómago -Intestino delgado -Intestino grueso
III. - TRAN SPO RTE DE LA MU EST RA
1.-La cantidad de material debe ser adecuado.
2.-La muestra debe ser representativa del proceso infeccioso (por ejemplo, expectoración, no saliva; pus de la lesión subyacente, no de su trayecto fistuloso; una muestra de lo profundo de la herida, no de la superficie). 3.-Se debe evitar la contaminación de la muestra utilizando sólo equipo estéril y precauciones asépticas. 4.-Las muestras para ser enviadas al laboratorio deben colocarse en un medio de transporte, el cual tiene como propósito mantener la viabilidad de las bacterias presentes en la muestra e impedir su multiplicación. Se han diseñado diferentes medios de transporte, el que más se utiliza es el de Stuart.
Medios de transporte de uso en Bacteriología Médica. MEDIO
PROPOSITO
STUART STUART REDUCIDO
Aerobios y anaerobios facultativos Anaerobios estrictos
CARY-BLAIR AMIES GLICEROL SOLUCIÓN SALINA AMIES Y DOUGLAS HAJNA
Shigella y Campylobacter
CARBÓN ACTIVADO CAS REGAN-LOWE 2SP
Streptococcus pyogenes Bordetella pertussis Bordetella pertussis Chlamydia
TRANSGROWN PIKE CALDO UREA CAMPYTIO SP4
Neisseria gonorrhoeae Strptococcus pyogenes Helycobacter pylori Campylobacter jejuni Micoplasma
IV.- Condiciones apropiadas para el transporte de muestras 1.-La orina, las expectoraciones y el material de absceso, se pueden colocar en frascos estériles de boca ancha. 2.-Los líquidos corporales como el Líquido Cefalorraquídeo en tubos estériles (la sangre se coloca en frascos diseñados ex profeso). 3.-Los trozos de tejido se pueden colocar en frascos estériles.
V. -Cr iteri os pa ra el rechazo en la e val uaci ón de las muestras
a) Muestras no aptas para su procesamiento: • Punta de sonda foley • Orina de bolsa de sonda • Líquidos coagulados • Cultivos para anaerobios enviados en medio de transporte inadecuado. b).-Muestras remitidas en condiciones inadecuadas. c).-Solicitud de estudios especiales innecesarios.
VI .- MIC ROSCOPIA Este procedimiento evidencia lo siguiente: 1.- La presencia de bacterias, cantidad, morfología y agrupación. 2.-Permite evaluar el grado de respuesta inmunológica con la presencia de células fagocíticas, cuyo quimiotactismo esté orientado hacia un morfotipo bacteriano en particular (Criterios de Bartlett), donde se observen células bacterianas adheridas a la membrana de los PMN y dentro de las vacuolas digestivas formadas en el citoplasma de la células inflamatorias.
VI.- Microscopia 3.-La observación microscópica es el primer paso, el cual permitirá orientar el método a desarrollar en el estudio bacteriológico para el diagnóstico clínico. 4.-Se pueden realizar preparaciones en fresco para la observación en campo oscuro, ( treponemas y leptospiras), preparaciones en fresco de muestras de vagina para la observación de células indicativas de vaginosis bacteriana.
VI I.- Tinci ones 1. Simples: • Azul de metileno • Fucsina fenicada • Verde de malaquita
2. Diferenciales: • Gram •
Ziehl-Neelsen
•
Tan Thiam-Hok
•
Machiavello
•
Jiménez
VIII.- Tinciones Estructurales: a) Flagelos - Rhodes - Tribondeau - Leifson b) Esporas - Shaeffer-fulton - Moeller c) Cápsula - Hiss - Tinta china d) Gránulos metacromáticos - Ernst-Neisser - Albert - Loeffler
Tinción Gram (cultivo fresco)
+
+
+
+
+
+
+
+
–
–
–
–
–
coco
coco
coco
coco
bastón
bastón
bastón
bastón
bastón
bastón
bastón
bastón
coco
racimos
racimos
cadenas
tetradas
pares
Crecimiento aerobio
+
+
+
+
+
–
+
+
+
+
+
+
+
Crecimiento anaerobio
–
+
+
+
+
+
+
–
–
–
+
+
–
Esporas
–
–
–
–
–
+
+
+
–
–
–
–
–
Movilidad
–
–
–
–
–
+o–
+o–
+o–
+o–
+ o –
+o-
+
–
Catalasa
+
+
–
–
–
–
+
+
+
+
+
+
+
+
+
–
+
+
–
–
+
+
–
–
O
F
F
O
Forma Agrupación
Oxidasa
Fermentación de glucosa a acido o a acido+gas O/F
–
Micrococcus
X
+
+
+
+
+ (o –)
+
–
Staphylococcus
X
Streptococcus
X
Lactococcus
X
Enterococcus
X
Leuconostoc
X
Pediococcus
X
X
Aerococcus
X
Lactobacillus
Clostridium
Bacillus
Alcaligenes
Pseudomonas
Enterobacterias
Aeromonas
X
Chromobacteriu m
X
Neisseria
X
X
X
X
X
X
X
X
IX .-Ca ra cte rísti ca s fe no tip ic as p ara la id entifica ció n ba cte ria na
A).- Criterios Generales:
• Requerimientos de Oxigeno (atmósfera) y temperatura de incubación. • Morfología colonial. • Tipo de hemólisis en GS carnero al 5%. • Requerimientos nutricionales. • Producción de pigmentos. • Tinciones: Afinidad a la tinción de Gram. • Morfología bacteriana. • Presencia de enzimas. • Reacciones inmunoserológicas. • Sensibilidad antimicrobiana.
X.- Criterios de Cowan y Steel B).• • • • • • •
Pruebas de selección Primaria :
Reacción de catalasa Reacción de oxidasa Prueba de movilidad Pruebas de O/F de carbohidratos Presencia de Esporas Tinción de Ziehel Neelsen Tinción de Gram
XI.-Requerimientos nutricionales 1.-Conocer que suplementos nutricionales que requiere MO para crecer óptimamente. 2.-Ejemplo: dependencia de factor NAD (V) o factor Hemina (X) ó ambos en el género Haemophilus. 3.-Familia Enterobacteraceae: no son organismos nutricionalmente exigentes.
XII.- Atmósfera 1.-Conocer cuales son los requerimientos de O2 de los MO. 2.-Aerobios. 3.-Microaerofílicos. 4.-Anaerobios facultativos. 5.-Anaerobios estrictos
XIII.- Temperatura 1.-Conocer la desarrollo.
temperatura
ideal
para
su
2.-Mesofílicos (35 a 37ºC): la mayoria de las especies bacterianas de interés clínico. 3.-Termofílicos (>37ºC): Pseudomonas aeruginosa (41ºC), Campylobacterias (42ºC). 4.-Psicrofílicos(
Morfología colonial
Tipo de hemólisis en GS carnero al 5%
XIV.-Producción de pigmentos 1.-Los pigmentos insolubles en agua incluyen los carotenoides (amarillonaranja), la violaceína (violeta o púrpura) y las fenazinas (rojo, castaño, marrón). 2.-Los pigmentos hidrosolubles y difusibles incluyen las fluoresceínas (pioverdina), piocianinas, piorrubina, melanina y otros varios subproductos pigmentados, que cambian el color del medio de cultivo.
Pigmentos insolubles en agua
Carotenoides (amarillonaranja)
Fenazinas (rojo, castaño, marrón)
Pigmentos hidrosolubles y difusibles
Fluoresceínas (pioverdina- piocianinas) Lampara de Wood (UV)
XV.-Tinciones: Afinidad a la tinción de Gram.
Morfología bacteriana
XVI.-Reacción de catalasa • Esta prueba detecta la presencia citocromooxidasas en las Micrococcaceae.
de
• La prueba se hace con peróxido de hidrógeno (H2O2) al 3% sobre un portaobjetos. La producción inmediata y abundante de burbujas indica la conversión del H202 en agua y oxígeno gaseoso. • La prueba de la catalasa debe realizarse a partir de un medio que no contenga sangre porque los eritrocitos pueden producir una reacción de catalasa débil.
Prueba de la catalasa
Reacción de citocromo oxidasa • Los citocromo son hemoproteinas que contienen hierro y actuan como último eslabón de la cadena de la respiración aerobia ; transfireren electrones de Hidrógeno al Oxígeno, con la formación de agua. • El sistema citocromo se encuentra presente en microorganismos aerobios, microaerofílicos y en algunos anaerobios facultativos, pero nunca en anaerobios estrictos.
Dimetil-p-fenilendiamina al 1%
Prueba de movilidad
En agar semisólido ó por gota pendiente
Pruebas de fermentación de carbohidratos 1.-El medio OF de Hugh y Leifson contiene peptona al 0,2% y 1,0% de hidratos de carbono, de tal forma que la relación entre peptona e hidrato de carbono es 1:5, a diferencia de la relación 2:1 que existe en los medios utilizados para fermentación de hidratos de carbono. 2.-La disminución de la peptona minimiza la formación de productos de oxidación a partir de los aminoácidos, que tienden a elevar el pH del medio y pueden neutralizar los ácidos débiles producidos por los bacilos no
Medio O/F
Los microorganismos oxidativos producen ácido sólo en el tubo abierto expuesto al oxígeno atmosférico.
Los microorganismos fermentadores producen ácido en ambos tubos.
Medio O/F Izquierda tubo de OF inoculado con un organismo de metabolismo no fermentador y no oxidativo para la glucosa. Observe el ligero vire a alcalino (azul) debido a la utilización de proteinas (peptonas) del medio.
XVII.-Pruebas de fermentación de carbohidratos
XVIII.-Presencia de enzimas • Detección de enzimas y vías metabólicas
a) RM-VP
b) O.N.P.G.
(KOH + Alfa-naftol).
Pru eba de la ONPG (oNitrof eni l- β- Dga lactopi ranósid o) • Es un compuesto estructuralmente similar a la lactosa, excepto en que la glucosa ha sido reemplazada por un grupo o-nitrofenilo. • Esta prueba permite detectar con mayor rapidez la fermentación de la lactosa, al evidenciar la enzima βgalactosidasa más rápidamente.
XIX.Reacciones inmunológicas Utilización de antisueros específicos para determinar el fenotipo antigénico de grupo y tipo (seroagrupar, serotipificar)
MARCHAS BACTERIOLÓGICAS. 1.- Sistema gastrointestinal 1.-Coprocultivo rutina: A).- Salmonella sp B).- Shigella sp
2.-Coprocultivo específico A).- E. coli patógenas. B).- Campylobacter sp. C).- Vibrios. D).- Otras entidades .
A).- Coprocultivo • Las enfermedades infecciosas del aparato gastrointestinal representan una de las principales causas de mortalidad y morbilidad infantil por la diarrea aguda de niños menores de cinco años. • La patogénesis de la diarrea involucra a varios microorganismos como agentes causales, pertenecientes en su mayoría a la familia Enterobacteriaceae, entre los que destacan: Salmonella, Shigella, Yersinia y Escherichia coli.
Escherichia coli • Escherichia coli forma parte de la biota normal, sin embargo las cepas patógenas se clasifican de acuerdo con su mecanismo de patogenicidad en seis grupos: 1. Enteropatógena 2. Enterohemorrágica 3. Enterotoxigénica 4. Enteroagregativa 5. Enteroadherente difusa 6. Enteroinvasiva
EPEC EHEC ETEC EaggEC DAEC EIEC
• Algunas especies de Campylobacter y Helicobacter se incluyen como causantes de enfermedad en el aparato gastrointestinal, al igual que Vibrio, Aeromonas y Plesiomonas.
Recolección de la muestra • Las muestras se recolectan directamente en un frasco limpio y de boca ancha con tapa hermética, al inicio de la enfermedad y preferentemente antes de iniciar tratamiento antimicrobiano. • Cuando se sospecha de la posible recuperación de Shigella y Campylobacter, es necesario tomar dos hisopos rectales impregnados de materia fecal, los cuales se colocan en medio de transporte Cary-Blair (se pueden usar otros medios de transporte como Stuart o Amies).
MATERIA FECAL (MEDIO DE TRANSPORTE CARY- BLAIR)
MAC CONKEY
CALDO SELENITO
XLD
INCUBAR 37ºC, 24h
INCUBAR 37ºC, 8 – 12 h
INCUBAR 37ºC, 24h
Seleccionar colonias Lac(+) y Lac (-). Resembrar en agar nutritivo para realizar pbas. bioquímicas
Resembrar en Agar SS ó VB
Seleccionar colonias lac (-), LD(+ ó -) y/o producción de H2S
Identificar colonias sospechosas de Salmonella Lac(-) H2S(+)
AGAR NUTRITIVO Oxidasa OF
OX(-) OF: (+/+)
OX(+ ) OF: (+/+)
Pbas. Bioquímicas: KIA,ONPG,LD, OD, CIT, SIM MR-VP, UREA, FD Serotipificar AB CLSI
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
E.coli patógenas Shigella sp Salmonella spp Yersinia enterocolitica Plesiomonas Aeromonas
AGAR NUTRITIVO Oxidasa OF
Pbas. Bioquímicas: KIA,ONPG,LD, OD, CIT, SIM MR-VP, UREA, FD Serotipificar AB CLSI
HISOPADO RECTAL CARY BLAIR
2.-Tracto genitourinario • I.V.U : Urocultivo • Vaginitis
:
• Vaginosis:
Cultivo vaginal
• Uretritis:
Cultivo Vaginal
Cultivo sec. uretral
A).- Urocultivo • La orina de personas sanas es estéril debido a su vaciado frecuente, lo cual evita la colonización. • La acidez inhibe algunos microorganismos, y en los pacientes masculinos, la secreción prostática contiene espermita y zinc que impiden el desarrollo de algunas bacterias. • Cuando la orina es turbia debido a la presencia de leucocitos (piuria), en ocasiones de eritrocitos (hematuria) y de bacterias, es sugestivo de infección de las vías urinarias (IVU). • La bacteriuria puede ser asintomática o presentarse como una enfermedad crónica o aguda.
• En la colonización de las vías urinaria, intervienen varios factores predisponentes que pueden ser de origen local como por ejemplo: la contaminación fecal del meato urinario, el cateterismo, la patología urinaria congénita o adquirida y el reflujo vesical. • Entre los factores generales se mencionan: la diabetes mellitus, el transplante de órganos, el SIDA, el embarazo, la hipertensión arterial y la terapia con fármacos de amplio espectro. • Escherichia coli es el agente etiológico en más del 80% de estas infecciones; ocasionalmente pueden encontrarse dos o más especies bacterianas involucradas.
• La muestra de elección, es la primera orina de la mañana; sin embargo en la IVU aguda la carga bacteriana es representativa a cualquier hora del día. • En pacientes femeninas se indica que deben lavarse el área periuretral y la periferia del meato urinario, utilizando una gasa estéril humedecida con agua y jabón, con movimientos de adelante hacia atrás. •
posteriormente se limpiará el área con una gasa estéril humedecida con agua o solución salina estéril.
• la recolección de la orina debe hacerse separando los labios mayores con una mano, la otra mano sostiene el frasco donde se deposita la muestra.
• A los pacientes masculinos se les indica que se limpien el glande y la periferia del meato urinario con una gasa impregnada con solución salina estéril antes de la micción. • En ambos sexos la muestra debe tomarse por el método del “Chorro medio”, que consiste en que el paciente debe desechar la primera porción de orina y recolectar la parte media del chorro en un frasco de boca ancha estéril. • En recién nacidos, niños y ancianos la muestra puede recibirse en una bolsa de plástico estéril; las muestras tomadas en esas condiciones fácilmente se contaminan de biota fecal, en un resultado positivo debe considerarse la posibilidad de una contaminación.
• El criterio que se aplica para evaluar la presencia de bacterias en la orina es el de Kass (1957) y Sanford (1956), el cual considera que las bacterias provenientes de las porciones superiores aparato urinario durante su residencia en la vejiga, utilizan la orina como medio de cultivo, alcanzando un población superior a 100,000 UFC/ml de muestra. • Por el contrario las bacterias que son arrastradas durante la micción, nunca llegan a esas cifras por lo que en estos casos se les considera como contaminantes. • Cuentas menores de 100,000 UFC/ml podrían corresponder a infecciones en las vías superiores en pacientes que han recibido antimicrobianos, o en aquellos cuya orina está muy diluida por la terapia hidratante; por último cuentas menores de 10,000 UFC/ml se toman como contaminantes.
Criterios para el diagnóstico de IN 6.5 Infecciones de vías urinarias. (Sintomáticas, cont.....) Independientemente de los hallazgos de urocultivo: 6.5.1.11 Chorro medio: muestra obtenida con asepsia previa, mayor de 50,000 UFC/ml (una muestra). 6.5.1.12 Cateterismo: más de 50,000 UFC/ml (una muestra). 6.5.1.13 Punción suprapúbica: cualquier crecimiento es diagnóstico. 6.5.1.14 El aislamiento de un nuevo microorganismo en urocultivo es diagnóstico de un nuevo episodio de infección urinaria. 6.5.2 Asintomáticas. Pacientes asintomáticos de alto riesgo con un sedimento urinario que contenga 10 o más leucocitos por campo más cualquiera de los siguientes: 6.5.2.1 Chorro medio: muestra obtenida con asepsia previa mayor de 50,000 UFC/ml (una muestra). 6.5.2.2 Cateterismo: mayor de 50,000 UFC/ml (una muestra). 6.5.2.3 Punción suprapúbica: cualquier crecimiento es diagnóstico.
ORINA Homogenizar
DILUIR LA MUESTRA DE ORINA EN SOLUCION SALINA ESTERIL
DILUCIÓN 1:100 0.1 ml ORINA+9.9 ml SS ESTERIL Mezclar
Lectura del Sedimento
Tinción de Gram
Inocular con asa bacterilogica de 0.01 ul o con una pipeta automatica 10μl con una puntilla esteril
GS 5% u otro medio nutritivo Estriar de forma masiva 37ºC x 24 – 48 hrs COCOS GRAM POSITIVOS BACILOS GRAM NEGATIVOS
CONTAR EL NUM DE COLONIAS QUE DESARROLLARON Y MULTIPLICARLAS POR EL FACT. DE DIL. REPORTAR EN UFC/ml
Agar de Mac Conkey con estria central 37ºC x 24 – 48 hrs
BGN AGAR NUTRITIVO
IDENTIFICAR Y REALIZAR AB CLSI
B).- Exudado cérvico vaginal • En las mujeres con signos y síntomas de infección genital aguda las muestras más comunes son de cuello uterino y de uretra. • Este estudio es util para determinar el posible agente causal de la vaginitis e incluso de la vaginosis bacteriana. • Las muestras cervicales se obtienen con un espéculo, después de eliminar el moco cervical con una torunda seca y esteril.
Agentes potencialmente patógenos: • • • • • •
Vaginitis Neisseria gonorrhoeae Streptococcus agalactiae Candida albicans Mycoplasmas y ureaplasmas Chlamidia Trichomonas vaginalis
• • • •
Vaginosis Gardnerella vaginalis Mobiluncus Bacteroides Peptostreptococcus
Toma del producto • Con la paciente en posición ginecológica se introducirá un espéculo lubricado con agua ó sol. salina estéril. • Recoger la muestra, bajo visión directa, con un hisopo de dalcrón, de la zona con mayor exudado, o en su defecto, del fondo del saco vaginal posterior. Repetir la operación con la segunda torunda. • Se obtendrán 3 hisopados, uno destinada al estudio microscópico del Gram, otro para cultivo y el tercero para el fresco. • El envío de la muestra debe ser inmediato siempre que sea posible. • El medio de transporte de Stuart-Amies, mantiene viables a los MO hasta por 3-6 horas.
Mediante el uso de un espejo vaginal estéril lubricado con agua estéril, se toman 3 hisopados de muestrra de la secreción de fondo de saco y cervix.
Determinar pH insito 1er. Hisopo para laminilla Gram “Tinción de Gram compatible con vaginosis bacteriana
2do. Hisopo medio de transporte para cultivo
3er. Hisopo: Observar Fresco, KOH al 10% Criterios de Gardner y De Nugent Pseudohifas (+) Prársitos
Seleccionar medios de cultivo primarios GS carnero 5%
CGP Cadenas Col.βhem. Cat(-) Taxo”A”= R TSX= R CAMP(+)
CGP cadenas Col. αβγhem. Cat(-) PYR(+) BE(+) NaCl 6.5 (+)
Streptococcus β hem. Gpo. B Enterococos
GCh ó TM
Col. Grises, brillantes de DCGN oxidasa positiva. Cat(+) Identificación de Neisserias Gilu(+), Mal(-), Fruc(-) pruebas de sensibilidad.
Neisseria gonorrhoeae
Pruebas de susceptibilidad (CLSI)
Agar Dextrosa Sabouraud Agar Biggy Aagr Micosel
TG(+) Mal(+), Sac(-), Tre(+), Lac(-) Ure(-)
Candida albicans
C) .- Exudado mascul ino
uretr al
• El diagnóstico de gonorrea puede establecerse en los hombres que se presentan con uretritis supurativa aguda, en quienes es posible identificar los diplococos intracelulares gramnegativos. • Cuando la descarga uretral es escasa y los diplococos intracelulares no aparecen en una muestra al azar, la toma de la primera muestra de la mañana, antes de orinar, suele ser útil. • La incidencia de C. trachomatis excede la de N. gonorrhoeae como causa de infecciones supurativas agudas en los genitales. • Los signos y síntomas son indistinguibles; C. trachomatis tiende a generar menos exudado y menor concentración de neutrófilos segmentados que N. gonorrhoeae.
• Hasta un 20% de hombres y un 40% de las mujeres con gonorrea pueden estar coinfectados por C. trachomatis. • En muchos casos pueden requerirse procedimientos de cultivo para recuperar ambos microorganismos, en particular cuando el tratamiento falla. • Con frecuencia, tanto en hombres como en mujeres la infección es asintomática, en particular cuando el agente infeccioso es C. trachomatis.
Toma del producto • Limpiar cuidadosamente la circundante con gasas estériles.
mucosa
• Introducir el hisopo suavemente con un movimiento de rotación hasta penetrar unos 2 cm dentro de la uretra (3-5 cm para la investigación de Chlamydia trachomatis) y depositar en el medio 2SP. • Repetir operación con un segundo hisopo para tinción Gram. • El medio de transporte de Stuart-Amies, mantiene viables a los MO hasta por 3-6 horas.
3.- Vías respiratorias A).- Infecciones de las VRS • Exudado faringeo : Diagnóstico de Faringo amigdalitis, amigdalitis, epiglotitis. • Portadores de patógenos oportunistas Exudado nasal. • Exudado Otico: Diagnóstico de otitis media.
B).- Infecciones de las VRI • Cultivo de Expectoración. • Cultivo de Lavado Bronco Alveolar. • Cepillado Bronquial (CB).
A).- Exudado faringeo • Este estudio bacteriológico esta encaminado como una herramienta para el diagnostico confirmatorio de la faringo amigdalitis de origen piógena, • La confirmación de patologías “complejas”, tales como la difteria, la angina de Vincent, la faringitis clamidiana y micoplásmica, así como las infecciones virales, no pueden ser evidenciadas por este procedimiento. • El clínico debe de formular el cuadro diagnóstico complementario cuando esto sea necesario.
• Los microbiólogos deben orientar a los médicos para realizar un diagnóstico adecuado entre "investigación de estreptococos" y cultivos de rutina. • La confusión surge cuando los médicos ordenan cultivos de rutina de garganta para faringitis agudas y el laboratorio reporta la presencia de Staphylococcus aureus, Enterobacterias y BGN no fermentadores, Haemophilus influenzae y otros microorganismos que no causan faringoamigdalitis primaria.
• Bajo visión directa, con la ayuda de un depresor lingual, se tocará con un hisopo de dacrón en todas las partes con exudado, membranas o inflamación. • Se deben frotar las criptas tonsilares y la faringe posterior. • No tocar nunca la mucosa oral, lengua o úvula. • Se investigará rutinariamente la presencia de Streptococcus beta-hemolítico del grupo A (S. Pyogenes), la posible presencia de los Streptococcus beta-hem. De los grupos C y G.
• Se le solicita al paciente que abra bien la boca y que emita un "ah". • La lengua se abate suavemente con una espátula y se guía un hisopo hacia la faringe posterior. • La mucosa detrás de la úvula y entre los pilares amigdalinos es recolectada con un movimiento suave de barrido de atrás hacia delante.
EXUDADO FARINGEO GS de carnero al 5% Sembrar por estría cruzada Picar el medio 3-5 ocasiones Incubar en CO2 al 3% 24 – 48 hrs 37ºC
CGP Cadenas Col βhem. Cat(-)
BAC (S) 0.04U TSX (R) 1.25/23.75 ug CAMP (-) Grupo “A” PYR (+)
BAC (S) 0.04U TSX (S) 1.25/23.75 ug CAMP (-) Posible Grupo “C” PYR (-) Seroagrupar preferentemente Realizar susceptibilidad (CLSI)
BAC (R) 0.04U TSX (S) 1.25/23.75 ug CAMP (-) Posible Grupo “G” PYR (-)
B).- Cultivo nasal • Es la muestra indicada para la investigación de Bordetella pertussis y de otros patógenos oportunistas (S. pneumoniae, H. influenzae, Neisseria meningitidis). • En pacientes inmuno comprometidos se evaluara la colonización de: K. pneumoniae subesp. Rhinoscleromatis K. pneumoniae subesp. ozaenae
Toma del producto • Las muestras nasofaríngeas se obtienen usando iluminación por encima del hombro. • Con el pulgar de la mano, se eleva delicadamente la punta de la nariz, se humedece la punta de un hisopo nasofaríngeo delgado de alambre flexible con agua o solución salina estéril y se lo inserta con suavidad en uno de los orificios nasales. • El hisopo se guía hacia atrás y hacia arriba a lo largo del septo hasta encontrar resistencia, que indica que se ha llegado a la faringe posterior, se retira con delicadeza y se deposita en el medio de transporte Stuart.
Secreción nasal Toma de ambas narinas
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI Solo en manejadores De alimentos
CGP Cat(-)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol. en bilis (+)
GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
BGN LAC (+ ó -)
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
Agar Dextrosa Sabouraud (Opcional)
INV. Hongos más comunes En pacientes Inmunodeprimidos
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
OX(-) OF: (+/+)
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
S. pneumoniae Serotipificar AB. CLSI
H. influenzae Serotipificar AB CLSI
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
K. Rhinoscleromatis K. ozaenae
BGNF
C).- Otitis media • Se define otitis media como la presencia de exudado en la cavidad media del oído. • Los lactantes y niños pequeños son los más propensos a padecer otitis media,
• Los dos principales patógenos son: • Cocos gram positivos como: Streptococcus pneumoniae, Streptococcus pyogenes, Staphylococcus aureus. •
Bacilos Gram negativos como: E. coli o Pseudomonas aeruginosa,Haemophilus influenzae y anaerobios
Cultivo de secreción de oído •
El Cultivo bacteriológico de aspirado de oído medio adecuadamente recolectados, permite determinar cuáles son los microorganismos responsables de la otitis media aguda.
• La timpanocentesis para obtener líquido para cultivos, solo es útil si existe exudación. •
Puede ser necesario el cultivo simultáneo e LCR y sangre, si existen signos y síntomas sistémicos.
Exudado de oído Toma de ambas narinas
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI Solo en manejadores De alimentos
CGP Cat(-)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol. en bilis (+)
GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
BGN LAC (+ ó -)
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
Agar Dextrosa Sabouraud (Opcional)
INV. Hongos más comunes En pacientes Inmunodeprimidos
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
OX(-) OF: (+/+)
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
S. pneumoniae Serotipificar AB. CLSI
H. influenzae Serotipificar AB CLSI
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
K. Rhinoscleromatis K. ozaenae
BGNF
D).-Cultivo de expectoración • Las infecciones del tracto respiratorio inferior son de las más frecuentes dentro del conjunto de las infecciones,tanto entre las adquiridas en el ambiente comunitario como en el medio nosocomial. • La bronquitis crónica se define, como proceso caracterizado por un descenso los flujos espiratorios que no cambian manera significativa tras varios meses seguimiento.
un de de de
• El diagnóstico viene sugerido por el cuadro clínico, por lo que el cultivo no es la herramienta de Dx de mayor utilidad para esta patología. • Un gran número de los pacientes son fumadores,o están expuestos de forma prolongada a substancias nocivas para la mucosa bronquial, y que refiere tos y expectoración habitual; según la definición clásica, durante un mínimo de 3 meses y hasta por dos años consecutivos.
Esputo in du cido •
No es el tipo de muestra más representativa de las inefcciones VRI, por su mezcla con secreciones procedentes de todo el arbol traqueo-bronquial y con la flora saprófita de la orofaringe.
• El resultado dependerá en gran medida de su correcta obtención, control de calidad antes de iniciar su proceso, tipo de agente que se pretenda detectar.
Obte nció n d el pr oducto.
• Enjuagar la boca con agua estéril o solución salina. • Obtener el esputo tras una expectoración profunda, preferentemente matinal. • De no producirse expectoración espontánea, puede inducirse el esputo con nebulizaciones de suero fisiológico estéril (15 ml durante 10 minutos. • Recolectar en un frasco de boca ancha esteril por lo menos 2 ml de la secreción. • Procesar lo antes posible. • Muestra de calidad = rel="nofollow">25 PMN CE <=10 en promedio de 30 campos a 10x.
Criterios para el diagnóstico de IN Infecciones del tracto respiratorio. 6.1.2 Infecciones
de vías respiratorias bajas. CIE-10 (J12-J18, J20, J86.9, J98.5).
6.1.2.1 Neumonía. CIE-10 (J12-J18). Cuatro criterios hacen el diagnóstico. Criterios 6.1.2.1.4 y 6.1.2.1.5 son suficientes para el diagnóstico de neumonía. 6.1.2.1.1 Fiebre, hipotermia o distermia. 6.1.2.1.2 Tos. 6.1.2.1.3 Esputo purulento o drenaje purulento a través de cánula endotraqueal que al examen microscópico en seco débil muestra <10 células epiteliales y > 20 leucocitos por campo. 6.1.2.1.4 Signos clínicos de infección de vías aéreas inferiores. 6.1.2.1.5 Radiografía de tórax compatible con neumonía. 6.1.2.1.6 Identificación de microorganismo patógeno en esputo, secreción endotraqueal o hemocultivo.
Muestra de Expectoración
Gram: Criterios de Murray-Bartlett PMN =>25 CE <=10
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI
CGP Cat(-)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol. en bilis (+)
ECN
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
BGN LAC (+ ó -)
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
Agar Dextrosa Sabouraud (Opcional)
INV. Hongos más comunes
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
OX(-) OF: (+/+)
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
OX(+) OF: (+/+)
S. pneumoniae Serotipificar AB. CLSI
Coag(-) Manitol (V) Lac(V)
GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
H. influenzae Serotipificar AB CLSI
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
Enterobacterias
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
BGNF
Vibronaceae
E).- Neumonía adquirida en la comunidad (NAC). • Constituye una causa muy importante de morbilidad y mortalidad. • La mortalidad varia desde el 5% a más del 30%, según el agente causal y diversos factores de riesgo individuales. • En los países industrializados, la NAC es la primera causa infecciosa de muerte y la sexta de mortalidad general. • El número de personas que fallecen cada año en el mundo como consecuencia de esta infección se cifra en aproximadamente 5 millones.
F).- Cultivo de LBA ó CB • Neumonía nosocomial: La mayoría de los estudios consideran la neumonía nosocomial como la segunda causa de las infecciones adquiridas en el hospital. • La neumonía nosocomial se adquiere a través de tres mecanismos: la aspiración, la inhalación de aerosoles y la diseminación hematógena a partir de otro foco de sepsis. • La flora orofaríngea normal está formada principalmente por cocos grampositivos.
• La colonización de la orofaringe por BGN se observa en menos del 10% de los individuos sanos, aumenta con hospitalizaciones prolongadas y alcanza el 60-75% en enfermos críticos ingresados en unidades críticas. • La implicación de los (enterobacterias como Klebsiella coli, Serratia marcescens, Pseudomonas aeruginosa) en la muy frecuente (20-60%).
bacilos gramnegativos pneumoniae, Escherichia Enterobacter spp., y neumonía nosocomial es
• En el enfermo ventilado, Staphylococcus aureus se situaría en segundo lugar (10-30%), mientras que otros microorganismos más prevalentes en la comunidad, como Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae o Chlamydia pneumoniae serían menos frecuentes.
LBA ó CB
Gram: Criterios de Murray-Bartlett PMN =>25 CE <=10 Presencia de cel. ciliadas GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI
CGP Cat(-)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol. en bilis (+)
ECN
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
BGN LAC (+ ó -)
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
Agar Dextrosa Sabouraud (Opcional)
INV. Hongos más comunes
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
OX(-) OF: (+/+)
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
OX(+) OF: (+/+)
S. pneumoniae Serotipificar AB. CLSI
Coag(-) Manitol (V) Lac(V)
GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
H. influenzae Serotipificar AB CLSI
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
Enterobacterias
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
BGNF
Vibronaceae
Muestras sistémicas • LCR • Sangre • Médula ósea • Líquidos diversos: L. Pleural L. Sinovial L.Peritonial
4.- L íq uid o c efa lo rraquíd eo (L CR) • El líquido cefalorraquídeo (LCR) es la muestra clínica representativa cuando hay sospecha de meningitis séptica. • Los agentes infecciosos más comunmente identificados incluyen N. meningitidis, S. pneumoniae , H. influenzae, S. agalactiae • Otros agentes menos frecuentes son: Enterobacterias, C. neoformans, C. albicans, algunos BGNF, S. aureus entre otros.
Obtenci ón de lí qui do cef alor raquí deo ( LCR )
• La colección del LCR solamente debe ser tomada por personal especializado y bajo condiciones de estricta asepsia. • Por lo general, se sacan tres tubos de LR para química, microbiología y citología. • Si solamente hubiera disponible un tubo, este debe enviarse al laboratorio de microbiología para su inmediato análisis.
Transport e de las muest ras de LCR • Enviar inmediatamente al laboratorio de microbiología para su análisis (en un plazo no mayor de 1 hora a partir del momento de la obtención de la muestra • No refrigerar ni exponer extremo o a la luz solar.
a
calor
LCR Centrifugar el LCR 3000 RMP/15min SEDIMENTO: Tinciones Gram Ziehl Neelsen Tinta china GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
CGP Cat(-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol.en bilis (+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI
S. pneumoniae Coag(-) Manitol (V) Lac(V)
Novobiocina (S) 16mm
S. epidermidis AB CLSI
Serotipificar AB. CLSI
Novobiocina (R) <16mm S. saprophyticus
CGP Col. βhem Cadenas cortas Taxo A (R) SXT(R) CAMP (+)
S. agalactiae
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
DCGN Cat(+) OX(+) Glu(+) Mal(+) Fru(-)
Serotipificar AB CLSI
Agar Dex. Sabouraud (Opcional)
BGN LAC (+ ó -)
INV. Hongos más comunes
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
Neisseria meningitidis AB CLSI OX(-) OF: (+/+)
Seroagrupar AB CLSI
H. influenzae
Sobrenadante Ag capsulares: N. meningitidis, H. influenzae, S. pneumoniae, S. del gpo.B, Escherichia coli.
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
OX(+) OF: (+/+)
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
Enterobacterias
BGNF
Vibronaceae
5.- Sangre (Hemocultivo)
• El estudio bacteriológico de la sangre debe realizarse principalmente en pacientes con neumonía, meningitis o fiebre de origen desconocido, entre otros síndromes.
DEFINICION Bacteriemia: es la presencia de bacterias viables en el torrente sanguíneo, evidenciada por la obtención de cultivos en sangre, sea por punción venosa o por aspiración a través de un catéter intravascular.
DEFINICION (NOM-045-SSA2–2005 ) Este diagnóstico se establece en un paciente con fiebre, hipotermia o distermia con hemocultivo positivo. El diagnóstico de bacteriemia nosocomial (BN) puede darse aun en pacientes con menos de 48 horas de estancia hospitalaria si se les realizan procedimientos de diagnóstico invasivos o reciben terapia intravascular.
Interpretación del Hemocultivo Positivo. Un hemocultivo positivo para Gramnegativos, Grampositivos u hongos es suficiente para hacer el diagnóstico. En caso de aislamiento de un bacilo Grampositivo o estafilococo coagulasa-negativo, puede considerarse bacteriemia si se cuenta con dos o más de los siguientes criterios: •Alteraciones hemodinámicas. •Trastornos respiratorios. •Leucocitosis o leucopenia no inducida por fármacos. •Alteraciones de la coagulación (incluyendo trombocitopenia). •Aislamiento del mismo microorganismo en otro sitio anatómico.
Los gérmenes identificados como causales de Bacteriemia Nosocomial según la bibliografía internacional son principalmente: 3.- Bacilos 1.- Cocos gram positivos: •Estafilococo Coagulasa-Negativo Gramnegativos: Pseudomonas spp •Staphylococcus aureus E. coli •Enterococcus spp. Klebsiella pneumoniae Enterobacter cloacae 2.- Hongos levaduriformes: Acinetobacter spp •Candida spp Serratia spp
RHOVE-DGE
Material necesario • Guantes, jeringuilla, aguja, ligadura, torundas, contenedor de punzocortantes, botella de cultivo, tintura de yodo, alcohol isopropílico al 70%. • El tamaño de la aguja dependerá del lugar de la del tamaño de la vena y la edad del paciente.
Venopución 1) Seleccione el brazo y aplique el torniquete para restringir el paso de la sangre venosa. 2) Normalmente se selecciona la vena más prominente para la punción. 3) Limpie completamente la piel con alcohol al 70%; y a continuación limpie con solución yodo povidona, frotando el área seleccionada y deje secar. 4) Introduzca en la vena la aguja con el bisel hacia arriba. Una vez que la vena se haya canalizado, extraiga la sangre jalando el émbolo de la jeringuilla de manera lenta y con continuidad. 5) Una vez que se ha obtenido la cantidad de sangre necesaria, retire el torniquete y coloque un algodón con alcohol sobre el sitio de Inserción. 6) Retire la aguja y haga que el paciente sostenga firmemente el algodón hasta que cese el sangrado. 7) Inocule el medio de cultivo con los volúmenes de sangre que recomienda el fabricante.
Sangre Inoculación de la botella Incubar a 35ºC Monitoreo de producción ó consumo de gas, hemólisis y turbidez Durante las 6 -18hrs posteriores Incubando la botella 35ºC Monitoreo de producción ó consumo de gas, hemólisis y turbidez Diariamente si se mantiene negativo Subcultivar en Agar Chocolate Incubar a 35-37ºC 24 – 48 y realizar tinción de Gram Directo de la botella Repetir la operación cda 3er. día
Cultivo (+)
ID. Bacteriana AB CLSI
Cultivo (-)
Descartar el frasco si después de 7 días de incubación no se compruba positivo
Médula ósea Inoculación de la botella Incubar a 35ºC
Monitoreo de producción ó consumo de gas, hemólisis y turbidez Durante las 6 -18hrs posteriores Incubando la botella 35ºC
Monitoreo de producción ó consumo de gas, hemólisis y turbidez Diariamente si se mantiene negativo Subcultivar en Agar Chocolate Incubar a 35-37ºC 24 – 48 y realizar tinción de Gram Directo de la botella Repetir la operación cda 3er. día
Cultivo (+)
ID. Bacteriana AB CLSI
Cultivo (-)
Descartar el frasco si después de 7 días de incubación no se compruba positivo
LIQUIDOS Centrifugar 3000 RMP/15min SEDIMENTO: Tinciones Gram Ziehl Neelsen
GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
CGP Cat(-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
DCGP Col.αhem Taxo P(S) 16mm OPT 5ug Sol.en bilis (+)
Staphylococcus aureus AB. CLSI
S. pneumoniae Coag(-) Manitol (V) Lac(V)
Novobiocina (S) 16mm
S. epidermidis AB CLSI
Serotipificar AB. CLSI
Novobiocina (R) <16mm S. saprophyticus
CGP Col. βhem Cadenas cortas Taxo A (S) SXT(R) CAMP (-)
S. pyogenes
BGN Pleomórficos F(V) F(X)
F(V) (+) F(X) (+) IND ORN URE
F(V) (+) F(X) (-) IND ORN URE
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
DCGN Cat(+) OX(+) Glu(+) Mal(+) Fru(-)
Serotipificar AB CLSI
BGN LAC (+ ó -)
INV. Hongos más comunes
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
Neisseria meningitidis AB CLSI OX(-) OF: (+/+)
Seroagrupar AB CLSI
H. influenzae
Agar Dex. Sabouraud (Opcional)
H. parainfluenzae Serotipificar AB CLSI
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
OX(+) OF: (+/+)
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
Enterobacterias
BGNF
Vibronaceae
6.- Piel y tejidos blandos
• Cultivo de secreción de herida • Cultivo de absceso • Cultivo para anaerobios
A).- Cultivos de secreción de Heridas, úlceras y abscesos • Lavar cuidadosamente la superficie de la herida. • La aspiración percutánea requiere una desinfección severa, previa similar a la realizada en la toma de hemocultivos. • Recoger el pus mediante jeringa y aguja, aspirando preferentemente de zonas profundas. • Esta técnica también es adecuada para obtener muestras de celulitis, úlceras, escaras o abscesos abiertos y heridas superficiales. • Cuando la muestra sea insuficiente, instilar solución salina estéril y aspirarlo nuevamente en la jeringa. • Cuando los procedimientos anteriores no sean factibles podrá efectuarse un frotis de las partes profundas de la herida con un hisopo para tinción de Gram.
Criterios para el diagnóstico de IN 6.8 Infección de piel y tejidos blandos. 6.8.2 Infecciones de tejidos blandos. CIE-10 (L04, L08). Fascitis necrosante, gangrena infecciosa, celulitis, miositis y linfadenitis. Con tres o más de los siguientes criterios: 6.8.2.1 Dolor localizado espontáneo o a la palpación. 6.8.2.2 Inflamación. 6.8.2.3 Calor. 6.8.2.4 Rubor, palidez o zonas violáceas. 6.8.2.5 Crepitación. 6.8.2.6 Necrosis de tejidos. 6.8.2.7 Trayectos linfangíticos. 6.8.2.8 Organismo aislado del sitio afectado. 6.8.2.9 Drenaje purulento. 6.8.2.10 Absceso o evidencia de infección durante la cirugía o por examen histopatológico.
Heridas, abscesos úlceras GRAM Respuesta inflamatoria ó Zona de necrosis proteolítica GCh al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
GS al 5% al 5% CO2 al 5% 24-48hrs 37ºC
CGP racimos Col. β óγhem Cat(+) Furazolidona(S) Oxidasa (-)
CGP Col. βhem Cadenas cortas Taxo A (S) SXT(R) CAMP (-)
Coag(+) Manitol(+) Lac(+)
S. pyogenes Staphylococcus aureus AB. CLSI
Seroagrupar AB CLSI
E. corrodens Serotipificar AB
Coag(-) Manitol (V) Lac(V)
Novobiocina (S) 16mm
S. epidermidis AB CLSI
Novobiocina (R) <16mm S. saprophyticus
BGN bipolares Cat(+) OX(+) Glu(+) OF(+/ -))
BGN Pleomórficos
Fositas Cat(-) OX(+) OF(-/ -)) LD(+) OD(+)
Mac Conkey 24-48 Hrs 37ºC
F(V) (-) F(X) (-) IND ORN URE
Agar Dex. Sabouraud (Opcional)
BGN LAC (+ ó -)
INV. Hongos más comunes
Agar Nutritivo OX OF Pigmentos
Pasteurella sp AB CLSI OX(-) OF: (+/+)
H. aphrophilus Serotipificar AB
OX(+ ó -) OF: (+/-) OF: (-/-)
OX(+) OF: (+/+)
FENOTIPO KIA, ONPG,RM-VP Citrato,LD,OD,SIM, URE, FD
Enterobacterias
BGNF
Vibronaceae
B).- Cultivo de catéter • Desinfectar con alcohol una zona de piel de unos 10 cm correspondiente a la zona de entrada del catéter. • Hacerlo en forma de círculos comenzando par el centro. • Repetir la misma operación, pero con el alcohol iodado o iodopovidona. • Retirar el catéter con la máxma asepsia. • Con pinzas y las tijeras estériles, cortar los 3 cm distales del catéter que corresponden a la porción intravascular. • Introducir el segmento de catéter en un recipiente estéril correctamente identificado.
Criterios para el diagnóstico de IN Bacteriemias. 6.9.6 Bacteriemia relacionada a líneas y terapia intravascular. Hemocultivo positivo periférico y a través del catéter con dos o más de los siguientes criterios: 6.9.6.1 Relación temporal entre la istración de terapia intravascular y la aparición de manifestaciones clínicas. 6.9.6.2 Ausencia de foco evidente. 6.9.6.3 Identificación de contaminación de catéter o solución endovenosa. 6.9.6.4 Desaparición de signos y síntomas al retirar el catéter o la solución sospechosa. 6.9.6.5 Cultivo de punta de catéter >15 UFC/ml.
Cateter 3cm Método de Maki
AGAR NUTRTIVO Rodarlo sobre toda la Superficie del agar
Caldo BHI
Distribuir con una asa bacterilogica en estria masiva
Incubar por 24 -48hrs Hrs 35 – 37ºC
Incubar de 8 a 12 Hrs 35 – 37ºC
Agar Nutritivo 35 - 37ºC x 24 – 48 hrs COCOS GRAM POSITIVOS BACILOS GRAM NEGATIVOS BGN AGAR NUTRITIVO <15 UFC no representativo =>15 UFC Representativo
IDENTIFICAR Y REALIZAR AB CLSI
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